UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA LA MOLINA ESCUELA DE POSGRADO MAESTRÍA EN PRODUCCIÓN ANIMAL “EVALUACIÓN DE RESISTENCIA NATURAL A NEMATODOS GASTROINTESTINALES EN ALPACAS Y OVINOS EN PRADERAS DE LA PUNA CENTRAL DEL PERÚ” Presentada por: VICTOR HUMBERTO PUICÓN NIÑO DE GUZMÁN TESIS PARA OPTAR EL GRADO DE MAGISTER SCIENTIAE EN PRODUCCIÓN ANIMAL Lima - Perú 2017   1     UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA LA MOLINA ESCUELA DE POSGRADO MAESTRÍA EN PRODUCCIÓN ANIMAL “EVALUACIÓN DE RESISTENCIA NATURAL A NEMATODOS GASTROINTESTINALES EN ALPACAS Y OVINOS EN PRADERAS DE LA PUNA CENTRAL DEL PERÚ” TESIS PARA OPTAR EL GRADO DE MAGISTER SCIENTIAE Presentada por: VÍCTOR HUMBERTO PUICÓN NIÑO DE GUZMÁM Sustentada y aprobada ante el siguiente jurado: PhD. Javier A. Ñaupari Vasquéz PhD. Juan F. Chávez Cossío PRESIDENTE PATROCINADOR MS. Daniel A. Zárate Rendón Ph.D. Gustavo Gutierréz Reynoso COPATROCINADOR MIEMBRO Mg.Sc. Enríque Alvarado Malca MIEMBRO     2     AGRADECIMIENTOS Agradezco a Dios todopoderoso, a mi amada esposa y mis adorables hijas que son la luz de cada día. A mis padres que siempre están presentes en cada paso importante de mi vida. Agradezco al CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA, TECNOLOGIA E INNOVACION TECNOLOGICA (CONCYTEC) por haberme brindado la oportunidad de realizar mi maestría en producción animal. Agradezco a mis patrocinadores y mi jurado de tesis, así como también al laboratorio de parasitología de la Universidad Nacional Agraria la Molina, al Programa de Ovinos y Camélidos Americanos (POCA), a VLIR-UOS,a las cooperativas comunales de San pedro de Racco y Yurajhuanca por todo el apoyo brindado   3     I. INDICE II. RESUMEN…………..…………..…………..…………..………….. 5 III. INTRODUCCIÓN…………..…………..…………..……………… 6 IV. REVISIÓN DE LITERATURA …………..…………..…………… 8 V. MATERIALES Y METODOS …………..…………..………..…… 39 VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN…………..…………..……………46 VII. CONCLUSIONES…………..…………..…………..……………..67 VIII. RECOMENDACIONES………….………….………….………..69 IX. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS …………………….……….71 X. ANEXOS………….………….…………….………….……………..76   4     II. RESUMEN El objetivo del presente estudio fue evaluar la resistencia natural a nematodos gastrointestinales y la dinámica parasitaria en condiciones naturales a la infección parasitaria post-destete, en alpacas Huacaya y ovinos Corriedale de plantel criados en pasturas naturales altoandinas de las cooperativas comunales San Pedro de Racco y Yurajhuanca de la región Pasco; Así como estimar la asociación entre categoría animal y grado de parasitismo. Se colectó 238 muestras fecales de alpacas y 293 de ovinos de San Pedro de Racco y 150 muestras fecales de ovinos y 178 de alpacas en Yurajhuanca, respectivamente, tanto en época seca como de lluvias (entre agosto de 2014 y abril del 2016). El contaje fecal de huevos de nematodos se determinó mediante la técnica de McMaster modificado, y la identificación de los géneros parasitarios se realizó a través de la identificación morfométrica de larvas infectivas (L3). Las prevalencias generales fueron 65.20 % (208/319) y 21.43% (51/238) para nematodos en ovinos y alpacas de la cooperativa San Pedro de Racco y 35.35 % (76/215) y 3.93% (7/178) para nematodos en ovinos y alpacas de la cooperativa Yurajhuanca, respectivamente. Las especies halladas fueron Chabertia ovina, Oesophagostomum columbianum, Trichostrongylus columbiformis y Teladorsagia sp. en ambas cooperativas para ambas especies. Se realizó la transformación logarítmica natural previa para la estratificación de animales resistentes, intermedios y susceptibles a la nematodiasis. En ovinos de San Pedro de Racco, se halló adultas intermedias en 70% y 66.6% y en crías 73.91% y 57.14 %. En ovinos de Yurajhuanca, se determinó adultos intermedios en 59.85 % y en crías 78.38%. En alpacas se determinó una predominancia de intermedios en 92.54 %, 89.61 y 79.79 % en los tres periodos de evaluación respectivamente. Se determinó una asociación significativa entre categoría animal y grado parasitario en ovinos de San Pedro de Racco del año 2014.   5     Palabras clave: alpacas, ovinos, nematodos, Racco, Yurajhuanca, Pasco III. INTRODUCCIÓN La producción ovina y de camélidos sudamericanos en el Perú representan en gran magnitud el sustento económico de un gran sector de la población rural (Moya, 2008), que habitan especialmente en zonas donde el desarrollo de la agricultura presenta limitantes tanto en condiciones climáticas como altitudinales (MINAGRI, 2013). La producción alpaquera en el Perú es una actividad ganadera nativa y de gran antigüedad que se conserva hasta a la actualidad, desarrollándose principalmente en sistemas extensivos, especialmente en las comunidades altoandinas (Moya, 2008). Sin embargo, las condiciones naturales de crianza favorecen el desarrollo de muchas enfermedades parasitarias, ya que su limitada movilidad, excesiva carga animal en las pasturas, y el constante aumento en las exigencias productivas, propicia el incremento en la frecuencia o proporción de animales sensibles (Waller, 2003). Por lo tanto, la crianza de estas especies en tales condiciones puede generar cuantiosas pérdidas económicas, las   6     mismas que pueden incrementarse por efecto del cambio climático, al crearse un entorno nuevo más favorable para la aparición de los parásitos más importantes, fenómeno que ya viene sucediendo en nuestro país (Moya, 2008). Este escenario exige enriquecer procesos tecnológicos y renovar conocimientos para poder generar estrategias de adaptación, previniendo y recuperando ovinos y alpacas afectados por enfermedades parasitarias, especialmente las provocadas por nematodos gastrointestinales. Actualmente, una de las limitantes en el control de la nematodiasis es la resistencia que han adquirido en los últimos años frente al tratamiento antihelmíntico (Gilleard, 2005; Kaplan, 2004), que en algunos lugares del mundo se ha incrementado de manera progresiva, como son los casos reportados en países como Nueva Zelanda, Uruguay y Alemania tanto en su población ovina como bovina (Pomroy, 2006). Al respecto, la identificación de animales genéticamente resistentes a los nematodos gastrointestinales es una opción eficaz y práctica para contrarrestar el incremento de problemas parasitarios como consecuencia del cambio climático (Veerasamy et al., 2016) y de la resistencia antihelmíntica, generando bajos índices productivos, morbilidad y mortalidad (Castells y Gimeno, 2010; Bishop y Morris, 2007; Bishop y Stear, 2003). En diversos estudios como el realizado en Uruguay por Ciapessoni (2010) determinaron que la resistencia a nematodos gastrointestinales tiene una heredabilidad moderada por lo que fue factible introducirlo como una estrategia aplicable en las poblaciones de ovinos Merino Australiano y Corriedale de este país, así mismo, este concepto fue aplicado para ovinos de diversas razas en otros países como en los ovinos Texel en Reino Unido (Bishop et al., 2004), ovinos Rommeys y Perendales en Nueva Zelanda (Morris, 2009), ovinos Lincoln en Polonia (Bouix et al., 1998) y en ovinos Merino en Australia (Morris, 2009). El objetivo del presente estudio fue evaluar la resistencia adquirida, en condiciones naturales, a la infección parasitaria post-destete, de alpacas Huacaya y ovinos Corriedale de   7     plantel criados en pasturas naturales altoandinas, en dos granjas comunales de la región Pasco. Planteándose los siguientes objetivos específicos: i) Conocer la dinámica del parasitismo gastrointestinal en ovinos y alpacas destetados y adultos ; ii); Caracterizar las poblaciones de cada especie animal en las categorías de resistentes, intermedios y susceptibles, y iii) Relacionar el grado de parasitismo observado y la categoría etaria. IV. REVISIÓN DE LITERATURA 4.1 Parasitosis gastrointestinal La importancia de las enfermedades parasitarias gastrointestinales en todos los sistemas de producción animal, se mide en función de la intensidad del daño, a nivel productivo y económico, que estas generan. El efecto negativo mas observado por los productores es la pérdida de animales jóvenes, categoría animal con mayor susceptibilidad a diferentes enfermedades. Sin embargo, el perjuicio más importante para los productores, generalmente encubierto, se relaciona con la disminución de las ganancias de peso corporal, comportamiento reproductivo, producción láctea e incremento en la predisposición a enfermedades (Soca et al., 2005). El control de la parasitosis gastrointestinal genera un aumento de los costos productivos, debido al gasto en productos antiparasitarios y en servicios veterinarios (Paredes, 2014); sin embargo, otras alternativas de prevención y control, como la selección de animales resistentes, resulta una práctica altamente recomendable (Mandonnet et al., 2001), reportándose que existe un mayor retorno del capital invertido si se establece con éxito un programa práctico y eficaz.   8     4.2. Nematodiasis en alpacas y ovinos 4.2.1. Especies parasitarias en alpacas Entre los diversos parásitos que afectan a los ovinos y alpacas se encuentran los nematodos, que pertenecen al Orden Strongylida de la clase Nematoda del phylum Nemathelminthes, los cuales infectan a un amplio rango de hospederos incluyendo a humanos, animales salvajes y domésticos e inclusive plantas (Blaxter et al., 1998). Los nematodos gastrointestinales tienen una morfología filiforme y cilíndrica, con extremos aguzados y cuerpo sin segmentación; son de tamaño muy variable, y están cubiertos por una cutícula blanquecina, que les sirve de protección (Chávez, 2013). Las hembras adultas fecundadas producen un gran número de huevos que pasan por las heces generando la infestación de los pastos (Roeber et al., 2013). Éstos eclosionan dentro del hospedador o en el medio ambiente, dependiendo de la especie parasitaria; su crecimiento y desarrollo son estimulados por agentes reductores, humedad y temperatura; que involucra el proceso de formación de cada nueva cutícula y la separación de la cutícula antigua, que comprende cuatro mudas durante el desarrollo luego de la eclosión (larva 1, larva 2, larva 3, larva 4 y/o pre adulto). Este tipo de parásitos causa la nematodiasis, que en animales de pastoreo abarca un complejo mixto que afecta tanto el tracto digestivo como a nivel pulmonar, componiéndose en un complejo denominado neumogastroenteritis nematódica (Rojas, 2004). Con relación a las especies de los nematodos gastrointestinales que infectan a los camélidos sudamericanos, se han reportado los siguientes: a nivel de abomaso: Haemonchus contortus, Trichostrongylus axei, Teladorsagia (Ostertagia) circumcincta, Ostertagia ostertagi, Ostertagia lyrata, Ostertagia trifurcata, Mazamastrongylus (Spiculopteragia) peruvianus, Camelostrongylus mentulatus, y Graphinema aucheniae (Leguía y Casas, 1999). A nivel del intestino delgado: Trichostrongylus columbriformis, Trichostrongylus probolurus,   9     Trichostrongylus vitrinus, Cooperia macmasteri, Cooperia punctata, Cooperia pectinata, Cooperia oncophora, Nematodirus spathiger, Nematodirus filicollis, Nematodirus lamae, Lamanema chavezi, Capillaria sp, y Bunostomum trigonocephalum. A nivel del intestino grueso corresponden a Chabertia ovina, Oesophagostomum venulosum, Trichuris tenuis y Skrajabinema sp (Leguía y Casas, 1999). Todas estas especies varían en cuanto a su dimensión, pudiendo medir desde 0,3 hasta 30 mm, además difieren en cuanto a sus características biológicas y morfológicas (Rojas, 2004). Con respecto a las alpacas y llamas, es de resaltar que la fauna parasitaria es común entre ellas; sin embargo, existe diferencia notable con relación a su prevalencia, por la diferencia en sus hábitos de pastoreo, las primeras prefieren pastorear en bofedales que, por ser lugares húmedos favorecen el desarrollo de la mayoría de nematodos; por su parte, las llamas pastorean en zonas más áridas, en las cuales la proporción de especies parasitarias es menor y más especifica (Nuñez y Rojas, 1993) Son pocos los estudios realizados en pequeñas explotaciones o comunidades campesinas en la Sierra del Perú, donde la crianza es generalmente mixta (Leguía y Casas, 1999). Se reporta una alta prevalencia de nematodos, pero con cargas parasitarias leves en crías de alpacas en Cuzco y Puno (68.4 y 63.9, respectivamente) (Pérez et al., 2014; Contreras et al., 2014). En la región Pasco, en un estudio realizado el año 2013 en la granja comunal Vicco y San Pedro de Racco, se reporta prevalencia de HTS de 28.1% en 160 alpacas evaluadas, hallándose Nematodirus spp (26,3 %), Trichuris spp (20,0 %), Capillaria spp. 5,0 % y Lamanema chavezi 3,8% (Masson et al., 2016). 4.2.2. Especies parasitarias en ovinos Las especies de nematodos gastrointestinales que afectan a los ovinos presentan-con algunas excepciones-, un patrón similar al descrito para las alpacas. A nivel del abomaso no se   10     observan especies como Ostertagia lyrata, Graphinema aucheniae, y Spiculopteragia peruvianus; y, a nivel del intestino delgado, no se encuentran Cooperia punctata, Cooperia pectinata, Nematodirus lamae y Lamanema chavezi (Rojas, 2004). 4.3. Epidemiología de la nematodiasis gastrointestinal Las parasitosis se presentan con mayor incidencia en la zona tropical, en tierras bajas húmedas y cenegosas, donde parásitos como los nematodos tienen la capacidad de desarrollar y multiplicarse de manera rápida (Paredes, 2014). En Sudamérica, las especies más frecuentes son Haemonchus contortus y Trichostrongylus colubriformis (Aroztegui et al., 2013); en tanto, que Teladorsagia circumcincta y Haemonchus contortus predominan en países europeos como Polonia (Bouix et al., 1998); Teladorsagia sp, Haemonchus contortus, Trichostrongylus sp., Nematodirus sp y Cooperia sp en Alemania (Benesch, 1993; Rehbein et al., 1996), y en Oceanía, H. contortus, T. circumcincta y Trichostrongylus sp., fueron reportados en Australia (Roeber et al., 2013). Con relación a la categoría animal, las infecciones con nemátodos gastrointestinales en el campo generalmente involucran variadas especies, siendo los corderos en crecimiento y las ovejas parturientas los más susceptibles (Bishop y Stear, 2001). En el caso de las alpacas, que pastorean con otras especies como ovejas, aumenta significativamente la probabilidad de que adquieran infecciones por nematodos (Beldomenico et al., 2003); es así, que ambas especies comparten géneros como Oesophagostomum, Trichostrongylus, Bunostomum, Chabertia, Cooperia, Haemonchus y Capillaria (Casas et al., 2002), mientras que especies como Lamanema, Nematodirus, Mazamastrongylus y, Camelostrongylus son infectivos solo en camélidos sudamericanos. Walker y Morgan (2014) reportan que el 77% de parásitos en alpacas y llamas son compartidas con hospederos ungulados silvestres; sin embargo, especies como Nematodirus   11     lamae y Lamanema chavezi, nematodos específicos de camélidos sudamericanos, no se hallan en otros rumiantes como ovinos, bovinos o caprinos; su especificidad parasitaria los condiciona a ser controlados con la crianza de otras especies animales (Nuñez y Rojas, 1993; Cebra et al., 2014). Sin embargo, respecto a respuesta inmunitaria, los camélidos sudamericanos, comparados a los ovinos, responden de manera diferente a algunos parásitos (Rickard, 1994). 4.4. Ciclo biológico de los nematodos gastrointestinales Los nematodos presentan un ciclo biológico directo, que concierne a i) un estadio de huevo; ii) cinco estadios larvales; y, iii) un estadio adulto; es decir no existe la intervención de un hospedero intermediario (transmisión de forma horizontal) (Roeber et al., 2013). En este proceso infectivo existen dos fases, una que concierne al medio ambiente y otra a nivel del hospedero (Rojas, 2004 ; Waller, 1998, Taylor et al., 2007). Los huevos blastomerizados de estrongilidos miden entre 70-150 micras y son eliminados por los parasitos hembras adultas, las cuales generalmente expulsan al ambiente miles de éstos junto con la materia fecal (Zajac, 2006). Bajo condiciones de temperatura y humedad, el desarrollo del huevo a larva de primer estadio ocurre en 1 a 2 días y para larva de tercer estadio en alrededor de 4 a 6 días; excepcionalmente, para Nematodirus sp., el cual, su tiempo de desarrollo es de alrededor de 2 meses; además, cabe mencionar que la fecundidad de las especies parasitarias presentan un rango que varía de 40 huevos por día para Nematodirus sp. hasta 5000 para H. contortus (Le Jambre, 1995). Luego de la eclosión de la larva de primer estadio (L1), ésta se alimenta de bacterias y pasa por dos mudas (L2 y L3), en la cual la capa cuticular protege a la larva de condiciones   12     ambientales adversas. Las larvas, de primer y segundo estadio (L2), no poseen capacidad de movimiento, pero las de tercer estadio (L3) pueden arrastrarse sobre las pasturas e infectar al hospedero a través de la ingestión de pasto de campos contaminados (Waller, 1998; Schneider, 2006). Los huevos de Nematodirus sp. predominan sobre los de tipo estrongílido, porque durante la época de sequía (Guerrero y Alva, 1986; Leguía, 1991; Leguía y Casas, 1999; Eckert et al., 2005), presentan una gran resistencia, frente a la sequedad y bajas de temperatura, permitiendo el desarrollo larvario dentro del mismo, siendo esta característica su mayor fortaleza de supervivencia y alta frecuencia en ambientes de gran altitud (Gorman, 1989).   Cuando las larvas de tercer estadio ingresan al hospedero, atraviesan las paredes del estómago, intestino delgado o intestino grueso, perdiendo su vaina protectora y pasando por una fase histotrópica (ingresan a las glándulas gástricas), antes de su evolución a larva de cuarto estadio (L4), luego se dirigen a la luz del tracto gastrointestinal (Schneider, 2006); para posteriormente, de 10 a 14 días evolucionar al estadío adulto (Nisbet et al., 2010); las hembras adultas depositan sus huevos a nivel del abomaso, intestino delgado o grueso, los cuales se pueden identificar en las heces del hospedero, existiendo un periodo de aparición, de 16 a 21 días, desde la ingestión de la larva infectante en las pasturas contaminadas, denominado periodo prepatente (Abbott et al., 2009). Otros modelos de ciclos biológicos de los nematodos comprenden el desarrollo de larva de tercer estadio desde el huevo blastomerizado, como es el caso de Nematodirus sp, el cual al alcanzar este estadio recién genera su ruptura y liberación (Rojas, 2004; Nisbet et al., 2010). Así mismo, Trichuris sp. tiene un ciclo biológico directo en el cual las larvas infectivas se desarrollan dentro de los huevos, tras tres o más semanas en el exterior, siendo muy   13     resistentes al frío, heladas y sequías, pudiendo vivir en el ambiente por varios años. Posteriormente a la ingestión de los huevos larvados por el hospedero, y a alcanzar la porción final del intestino delgado, los huevos liberan las larvas infectivas, permaneciendo de dos a diez días antes de dirigirse al ciego, lugar en el cual completan su desarrollo a adultos. En el caso de Lamanema chavezi, patógeno de los camélidos sudamericanos, su ciclo biológico es similar a otros trichostrongylus hasta la fase de la ingestión de la larva infectiva, la cual luego penetra en la pared intestinal causando severos daños como enteritis catarral y hemorrágica con áreas de necrosis intestinal y posteriormente migra hacia el hígado y pulmones, siendo el hígado, donde mayor daño ocurre, en infecciones agudas produce congestión hepática, hemorragias petequiales, múltiples focos necrosis coagulativos calcificación y fibrosis, la cual genera a una apariencia moteada; en tanto, los pulmones presentan zonas congestionadas, luego la maduración del parasito es completada con la migración hacia el intestino, luego del retorno por vía traqueal ( Leguía, 1991). 4.4.1 Hipobiosis Como parte del ciclo biológico de los parásitos, cuando existen condiciones ambientales desfavorables -como en otoño e invierno-, la mayoría de larvas de cuarto estadío (L4) que se encuentran en el hospedero se someten a un período de desarrollo inhibido, arresto larvario o quiescencia (Soca et al., 2005); que les permite persistir por largos periodos, denominado hipobiosis. Consiste en una respuesta adaptativa, por la cual los nemátodos pueden sobrevivir, mediante una oviposición en condiciones favorables como la primavera para el caso de Haemonchus contortus y otoño en caso de Teladorsagia sp. Las larvas hipobióticas se reactivan en situaciones de estrés para el hospedero como procesos patológicos y en el periodo periparto, periodos en los cuales se registra un aumento en el recuento de huevos fecales (Jane, 2014).   14     4.5 Transmisión de los parásitos. La transmisión parasitaria se relaciona con la ecología de los parasitos y por tanto con la cadena alimentaria. El estadio infectivo del parásito puede contaminar el alimento o el agua y ser deglutido accidentalmente por el hospedero definitivo (Olsen, 1977). En los animales hospederos, los parásitos hembras que han sido fecundados colocan grandes cantidades de huevos que son eliminados junto con las heces y al llegar al suelo encuentran condiciones favorables para su desarrollo, transformándose en larvas infectivas (L3) que suben a los pastos e infestan las aguas, siendo ingeridas por ovinos y alpacas al pastoreo (a excepción de Trichuris sp.). De este modo, los animales se infectan, desarrollándose las formas adultas en su tracto gastrointestinal (Quiroz, 1986). En los fundos el contagio se produce, al ingerir hierva infestada recientemente cortada y por el agua de bebederos, al lamer paredes, pilares y utensilios, así como al mordisquear paja de la cama (Othaix, 2014). La infestación de los animales jóvenes es favorecida especialmente a través de animales adultos portadores de parásitos, los cuales diseminan la enfermedad por medio de la eliminación de huevos. En el pastoreo el contagio es favorecido considerablemente al pastar animales jóvenes, recién destetados, con adultos y cuando el pastoreo es comunal, por ser peligroso cuando se realiza con animales de otros rebaños o con animales silvestres (Arias, 2009). 4.6. Factores que favorecen y condicionan la presentación de las helmintiasis. Son varios los que factores favorecen el parasitismo gastrointestinal ; sin embargo, se debe considerar que la relación hospedero - parásito determina principalmente la ocurrencia y el curso de la infección parasitaria; siendo necesario describir los factores que favorecen la presentación de la nematodiasis; hospedero, parásito y medio ambiente (Roeber et al., 2013).   15     4.6.1. Hospedero Dentro del factor hospedero, se pueden derivar subfactores asociados a éste como edad, estado nutricional, estado fisiológico e inmunidad, los cuales son de suma importancia para el establecimiento exitoso de una infección parasitaria. a) Edad Los animales jóvenes son más susceptibles a los parásitos que los adultos. En ovinos, los corderos en sus primeros meses de vida, no constituyen una categoría muy susceptible al parasitismo, porque reciben un cierto grado de protección a través del calostro y, adicionalmente, tienen una baja ingestión de pastura (ingiriendo pocas larvas). Los animales, entre el destete y la adultez, son los más afectados por acción de los parásitos (Zárate, 2003). Un estudio realizado por Contreras et al. (2014), en alpacas de dos comunidades en Cuzco, concluyó que la edad fue un factor de riesgo para la presencia de nematodos gastrointestinales; así pues las alpacas entre 5 meses a 1 año, y aquellas de 1 a 3 años de edad, presentaron 2.93 y 1.98 veces mayor riesgo de presentar infección parasitaria que los animales adultos. La mayor probabilidad de infección por nematodos en alpacas jóvenes, en relación a animales mayores de tres años, posiblemente sea a causa del destete, que coincide con la época seca cuando los pastos son deficientes en cantidad y calidad, generándose un estrés de tipo nutricional y una deficiente respuesta inmune frente a los parásitos (Leguía y Casas, 1999). Además, el pastoreo en conjunto, donde animales adultos y crías conviven durante la lactación y el empadre, ocasiona la contaminación de los campos de pastoreo con niveles altos de larvas infectivas (Chávez et al., 1967). En alpacas, un mayor porcentaje de los parásitos estrongilidos se encuentra influenciado por la edad de los animales,   16     diferenciándose de la distribución de Nematodirus sp y Capillaria sp, de los cuales, el primero se halla en animales jóvenes y el segundo únicamente en adultos (Rojas et al. 1993). b) Estado nutricional. Los animales con mayor nivel de nutrición toleran los efectos de las nematodiasis gastrointestinal. Vagenas y Bishop (2002) reportan que existe una interacción genotipo – nutrición dependiente de los cambios que se realicen en la dieta proteica, concluyendo que existe correlación entre resistencia y nutrición. En las épocas secas, con la disminución de la cantidad y calidad de las pasturas, los problemas de nematodiasis tienden a agravarse, aún más en procesos de lactación y gestación, causando una menor respuesta adquirida y una consecuente mayor eliminación de huevos (Houdijk, 2008). c) Estado fisiológico. Al final del periodo de gestación e inicio de la lactancia los animales se tornan más susceptibles a los efectos del parasitismo. Se debe a las alteraciones hormonales fisiológicas, como el incremento del cortisol endógeno y prolactina (Connan, 1976; Romero y Boero, 2001). d) Inmunidad Con relación a la inmunidad, Seaton et al. (1989) reportan que experimentalmente, para el desarrollo de una respuesta inmunológica contra nemátodos como Teladorsagia circumcincta, se requiere una constante infección de miles de larvas de tercer estadio, repetidamente en un periodo de varios meses; de este modo, mediante una efectiva respuesta, se disminuye el establecimiento de larvas a nivel de la mucosa abomasal, el desarrollo larvario y la fecundidad de hembras adultas. Además, se ha comprobado que la Inmunoglobulina A (Ig A) juega un rol importante en la restricción del crecimiento y desarrollo larvario (Smith et al., 2009).   17     4.6.2. Parásito Los factores involucrados con el parásito son especies parasitarias, número parasitario presentes en el tracto gastrointestinal, ciclo biológico, duración de la fase histotrópica, sobrevivencia de las larvas en el ambiente y su implantación en el hospedero (Roeber et al., 2013). 4.6.3. Medio Ambiente Los factores que involucran al medio ambiente son: carga animal, clima, estación, tipo de pasturas y microclima (McKellar, 1993). Bajo esta última premisa cabe considerar que las diferencias climáticas de cada región tienen un gran efecto en la epidemiología de las infecciones por nematodos gastrointestinales (Barger, 1993); siendo particularmente la temperatura y la humedad los factores que destacan (Tembely et al., 1998). Sin embargo, además del directo impacto que ejerce el clima sobre la distribución de los parásitos, así Mottier y Lanusse (2001) reportan que existen factores exógenos como los regímenes de tratamiento antihelmíntico y el patrón de movimiento de los animales en una determinada región. La eclosión de los huevecillos de muchos nematodos, a tiempos predeterminados, también reduce o evita la alta mortalidad que se produce por las injurias del medio ambiente (Berrade- Rkhami y Gabrion, 1986); en tanto que las larvas L3 de los estrongilidos han adoptado una estrategia pasiva en el pasto y permanecen inertes a nivel de estos, próximos a ser consumidos por el hospedero y continuar con el ciclo biológico (Ashton et al., 1999; Hoholm et al., 2005). 4.7. Impacto productivo de los nematodos gastrointestinales   18     Los nemátodiasis gastrointestinal es uno de los principales factores que afectan negativamente la productividad ovina (Torres-Acosta y Hoste, 2008) y alpaquera (Ballweber, 2009), considerándose una de las enfermedades parasitarias más importantes en los rumiantes domésticos (Rojas, 2004), ya que genera gran reducción de la productividad de los rebaños en muchos países sudamericanos (Díaz et al., 2000) y europeos (Ballweber, 2009), tales como reducción de crecimiento y de ganancia de peso vivo, retardo de la primera gestación, alargamiento del intervalo entre partos y disminución de la producción de carne, leche o lana; además del decomiso de vísceras, que en el Perú produce grandes pérdidas económicas anuales, reportadas entre 11, 18.5 y hasta 50 millones de dólares (Rojas, 1990; Manrique y Cuadros, 2002; y Espinoza et al., 2010, respectivamente). Dentro del complejo parasitario de la nematodiasis ovina, la causada por Teladorsagia circumcincta es considerada la mayor impacto sobre la productividad de corderos en crecimiento y el desencadenamiento de infecciones subclínicas en Reino Unido (Coop et al., 1982; y, Coop et al., 1985). En tanto, Castells et al.(1995), en Uruguay valoran un impacto de los nematodos en la recría ovina de un 23.6% en pérdida de peso vivo, así como 29.4 % en peso del vellón sucio y 50 % de incremento de la mortalidad. Los parámetros productivos, como tasa de crecimiento de corderos, son afectados intensamente cuando coexisten una serie de factores: (a) mala nutrición, (b) depresión del consumo de alimento, los cuales pueden intensificarse debido al daño producido por los nemátodos gastrointestinales, generándose un déficit en la absorción de nutrientes, en especial de nitrógeno, y de proteína endógena, consecuencia de la perdida de células mucosas, mucus y sangre (Steel et al., 1978). En términos económicos, se genera además un incremento del costo por el uso de servicios veterinarios, antiparasitarios y su aplicación (Rojas, 2004). Se estima que en los años 90’s,   19     la pérdida económica anual para ovinos y vacunos en Australia, fue aproximadamente de 1 billón de dólares (McLeod, 1995); y, en el 2005 ésta alcanzó en el Reino Unido 84 millones de Libras Esterlinas (Vagenas et al. 2007; Halliday et al. 2012). En términos sanitarios, el potencial patógeno producido en el hospedero también varía dependiendo de la especie del nematodo, por ejemplo Haemonchus contortus, genera una gama de alteraciones fisiopatológicas con un cuadro anémico severo e hipoproteinemia debido a las múltiples hemorragias internas, que altera críticamente la productividad, a causa del grado de patogénesis. Al respecto, Ueno y Gutiérrez (1983), reportan que en ovinos, por causa de acción hematófaga de cada parásito de Haemonchus contortus, se pierden al día aproximadamente 0.05 ml de sangre del intestino; por esto, una infestación masiva de este nematodo podría generar en el hospedero un cuadro anémico severo. Otros parásitos, como Trichostrongylus colubriformis, se alimentan de tejidos de la pared intestinal generando diarreas y retardo en el crecimiento (Castells, 2004). Todos estos aspectos conllevan a grandes pérdidas económicas, por una producción subóptima de fibra, carne y / o de cuero (Leguía, 1991); por esto, en el Perú en el año 1972, se estimaron pérdidas de alrededor de 11 millones de dólares anuales en estas especies (Rojas, 2004); motivo por el cual, la parasitosis gastrointestinal es considerada una enfermedad de gran impacto económico en el país (Bustinza y Choque, 2001). 4.7.1. Acción dañina de los parásitos gastrointestinales. Según Soca et al. (2005), los parásitos gastrointestinales pueden generar efectos perjudiciales a sus hospedadores, tales como : - Absorción de sangre, linfa o exudados; - Pueden alimentarse de tejidos sólidos; - Compiten con el hospedador por el alimento ingerido;   20     - Pueden determinar reacciones alérgicas; - Pueden producir diversas reacciones del hospedador como inflamación, hipertrofia, hiperplasia y formación de nódulos. - Pueden disminuir la resistencia del hospedador a otras enfermedades y parásitos. Asimismo, la acción nociva ejercidas por los parásitos gastrointestinales suelen provocar en sus hospederos acciones : - Expoliadora, directa o indirecta, a nivel del tracto digestivo; - Mecánica, de tipo traumático, cuando se manifiesta lesión en los tejidos (lesiones intestinales por órganos lacerantes de gusanos) y de tipo obstructivo, cuando el número o volumen de los parásitos provocan la obstrucción de un conducto orgánico (Blood, 2002). Los signos clínicos que presentan los animales de toda edad, con neumogastroenteritis verminosa, pero con mayor severidad los jóvenes (Caballero y Hervas 1985) son: - Reducción de la ingestión; - Adelgazamiento; - Heces blandas, se van volviendo liquidas, de color verde oscuro o amarillo; - Deshidratación; - Diarrea persistente; - Ineficacia de los antihelmínticos; - Pelaje largo y seco; - Taquicardia; - Mucosas pálidas; - Edema submandibular; y,   21     - Postración. Por lo tanto, en la nematodiasis se presentan diversos signos clínicos de acuerdo al agente causal, carga parasitaria, así pues existe signos como inapetencia, la cual es causada por el dolor de la acción traumática a nivel de los tejidos como parte de una acción expoliadora parasitaria; mayor actividad metabólica, para compensar la pérdida de sangre y proteínas extraídas por el parásito; modificación de la composición corporal y del metabolismo energético (Rojas, 1990), disturbios en el metabolismo mineral afectando la integración ósea así como en el metabolismo proteico generando la reducción de la masa muscular y la eficiencia energética, las cuales son evidenciadas cuando el desarrollo de larvas infectivas a nivel de abomaso e intestino delgado parecen reducir el desarrollo esquelético con reducción de las dimensiones externas óseas debido a la alteración de la matriz ósea generado por una merma en la absorción de proteínas y minerales principalmente fósforo (Skykes, 1983). 4.8. Presentación de la enfermedad La enfermedad puede presentarse de forma clínica o subclínica: Parasitosis clínica. Los síntomas clínicos son los siguientes: diarrea, palidez de las mucosas, pérdida del apetito, pelo quebradizo e hirsuto y edema en la quijada. Como consecuencia de los mismos, hay un retardo en el crecimiento y una tasa de mortandad que varía entre el 4 y el 10% (Cruz et al., 2010). Parasitosis subclínica. Retardo en el crecimiento del animal, disminución en la ganancia de peso y en la producción de leche, menor abertura del canal pélvico para el parto retardo de las actividades reproductivas y predisposición a otras enfermedades de diversa índole (Soca et al., 2005). La frecuencia de presentaciones clínicas es de 2 a 10%, mientras que la mayoría de los casos se trata de manifestaciones subclínicas (90 a 98%) que son las que más pérdidas le causan   22     al ganadero, ya que pasan desapercibidas al no existir signos aparentes. En la presentación subclínica, la apariencia del conjunto de los animales es relativamente buena; siendo la disminución del ritmo de crecimiento o la pérdida de peso la única señal de su presencia (Cruz et al. 2010). 4.8.1 Diagnóstico de la nematodiasis gastrointestinal Actualmente, los métodos de diagnóstico de la nematodiasis gastrointestinal son múltiples, siendo el método actual más usado el contaje de huevos parasitarios (Preston et al., 2014) sin embargo, éste método tiene poca adopción por granjeros así como su uso en sistemas de programas de pequeños rumiantes en países desarrollados (Woodgate y Love, 2012). El método de McMaster se realiza mediante las cámaras McMaster de doble o triple compartimiento, de las cuales al observar 1 huevo es equivalente a 50 ó 8 por gramo de heces respectivamente, cabe resaltar que este método es de fácil y rápido además distingue especies por morfología de los huevos (no tipo Strongilído) sin embargo, subestima la carga parasitaria cuando la carga de huevos parasitarios es baja (Levecke et al., 2009; Rossanigo y Gruner, 1991) por lo tanto, el número de huevos por gramos de heces no siempre es una indicación exacta del número de nematodos presentes. Por otro lado, La identificación específica de los huevos tipo Strongilido no es práctica. Los conteos de huevos por gramos de heces pueden ser negativos o falsamente bajos en presencia de un gran número de vermes inmaduros, aun cuando se presenten diversos parásitos adultos (Merck, 2000), además de resultar en subestimar eficacia antihelmíntica, por lo que se recomienda técnicas más sensitivas, si estuviesen disponibles como la técnica FECPAK, la cual detecta un límite de 10 hpg (Demeler et al., 2009) o la técnica FLOTAC , la que detecta un límite de 1 a 2 hpg (Cringoli, 2004). Actualmente, existen otros métodos de diagnósticos basados en marcadores relacionados con la infección gastrointestinal, los cuales se han caracterizado por su interrelación con la   23     infección aguda y ser inducidos por procesos patológicos parasitarios como la anemia o por su relación con la medición de la carga parasitaria a nivel fecal (Preston et al., 2014). La disminución del volumen sanguíneo puede indicar la presencia de infección con parásitos hematófagos como H. contortus siendo este parámetro utilizado como herramienta de diagnóstico para animales claves cuyo objetivo son los tratamientos antihelmínticos y la selección de ovinos resistentes a parásitos, dentro de esta categoría, además se usa la medición del paquete volumen celular y FAMACHA ©. Otro método recientemente investigado es el aplicado por un grupo de investigación, el cual ha empleado caninos entrenados para detectar fecas de animales infectados con parásitos gastrointestinales, lo cual ha resultado ser altamente sensible, detectándose T. circumcincta en ovinos infectados a los siete días de infección oral, obteniéndose un 85% de efectividad, la ventaja de este método es que se puede detectar la infección gastrointestinal antes de la aparición de los signos clínicos. El comportamiento animal es influenciado por las infecciones parasitarias permitiendo identificarse animales resistentes y susceptibles (Adams y Fell, 1977) , un reciente estudio realizado por Falzon et al. (2013) en el cual se ha usado GPS (Global positioning system) ha revelado que animales con alta carga de huevos parasitarios (susceptibles) caminan significativamente grandes distancias que animales con baja carga parasitaria, se presume que este mecanismo es para pastorear por largos periodos para cubrir la demanda proteica en las pasturas e ir hacia las fuentes de agua debido al incremento de sed de los animales. El contaje del número de parásitos y la medición del peso corporal son las medidas más directas en determinar la infección por parásitos gastrointestinales y son consideradas pruebas Gold Estándar para la estimación de carga parasitaria; las larvas L3 y L4 así como las adultos hembras y machos pueden ser enumerados y diferenciados por morfología siendo   24     clave su contaje e identificación en la resistencia del hospedero y cuyos resultados son requeridos para la aplicación de nueva drogas antihelmínticas. Los marcadores diagnósticos relacionados a la inmunidad de la infección a parásitos gastrointestinales aún se encuentran en investigación puesto que se ha reportado que la resistencia a la infección es dependiente en la inducción de la respuesta tipo dos (T2) o también denominada respuesta alérgica (Gill et al, 1993), sin embargo, se ha reconocido que las manifestaciones antes y después de este tipo de respuesta también son de vital importancia para tener éxito en el control de la infección. La detección de los anticuerpos han demostrado ser una herramienta útil en el diagnóstico de la parasitosis gastrointestintal, los altos niveles de anticuerpos específicos a parásitos como IgG, IgE e IgA son los hallados en una respuesta parasitaria gastrointestinal (Preston et al., 2014). En infecciones con Haemonchus contortus se ha demostrado que los IgA sérica e IgG1 son consistentemente altos en animales genéticamente resistentes (Gill et al, 1993). El test CarLa (Carbohydrate larval antigen), detecta fácilmente anticuerpos salivales y ha sido seleccionada como herramienta óptima para la selección de animales resistentes con un nivel alto de inmunidad a parásitos internos, sin embargo, para la producción de estos anticuerpos es necesario una exposición previa y repetitiva, lo cual no es posible en animales jóvenes menores de 6 meses de edad (Shaw et al., 2012; Shaw et al., 2013). Otros autores como Kimambo et al. (1988) reportan que la eosinofília en sangre periférica está asociado a altos niveles en ovinos resistentes a parásitos gastrointestinales como Haemonchus contortus, T circumcincta y T. colubriformis, sin embargo, la heredabilidad de esta condición fue hallada sólo para un 43%, actualmente este tema se encuentra aún en investigación. El diagnóstico basado en marcadores inherentes incluye al grupo sanguíneo, los recientes estudios indican que ovinos con sangre tipo HbAA son más resistentes a H. contortus y T. circumcincta que los ovinos de sangre tipo HbAB y HbBB (Altaif y Dargie, 1978; Presdton   25     y Allonby, 1979) sin embargo no está totalmente dilucidado si existe una relación entre tipo sanguíneo y resistencia a parásitos gastrointestinales. En referencia a los marcadores de células inmunes y citoquinas: como el complejo mayor de inmunohistocompatibilidad (CMH) e interferón Gamma (INF-y), éstos son marcadores de los cuales se basan la mayoría de investigaciones, así pues un estudio reciente identificó 14 vías de rutas de expresión en la resistencia a parásitos gastrointestinales, de las cuales 4 rutas involucraban al CMH (Sayre y Harris, 2012), del mismo modo se halló un asociación de una ruta de expresión que involucraba a INF-y. Otro tipo de diagnóstico involucra a los marcadores de inmunocompetencia/enfermedad en animales resistentes (Preston et al., 2014), los cuales se encuentran en proceso de investigación, concierne a las reacciones cutáneas de hipersensibilidad, las cuales pueden ser una forma confiable de medir la capacidad del sistema inmunológico para responder eficazmente a la enfermedad y distinguir entre animales resistentes y susceptibles se han evaluado como una herramienta potencial para la identificación de la resistencia de los ovinos a T. colubriformis y H. contortus (Rothwell et al., 1991; Rothwell et al., 1993). Estos marcadores son categorizados como marcadores innatos independientes de la infección y edad del animal, por lo tanto, los marcadores basados en características inherentes son solo exitosos para crianza de animales resistente a la parasitosis gastrointestinales. 4.9 Métodos de control 4.9.1 Drogas antihelmínticas La problemática sanitaria parasitaria en crianzas productivas ha ido incrementándose en los últimos años lo cual ha generado la implementación de varios métodos de control de los nematodos gastrointestinales, de los cuales, el más empleado se basa en el uso de drogas antihelmínticas (Wolstenholme et al., 2004); por muchas décadas el control de los parásitos   26     gastrointestinales de importancia económica en animales se ha basado en el uso de productos químicos como antiparasitarios (Woolaston y Baker, 1996), inicialmente el uso de los agentes de amplio espectro revolucionaron el control parasitario debido a su alta efectividad, sin embargo su uso empírico, desmedido e indiscriminado en los últimos años ha generado múltiples casos de resistencia a nivel mundial (Papadopoulos, 2008; Rober et al., 2013). 4.9.2 Resistencia antihelmíntica La resistencia antihelmíntica fue definido por Prichard et al. (1980) como la existencia de una alta frecuencia de individuos en una población que toleran la dosis de una droga antiparasitaria que normalmente era letal para la población original (susceptible), la cual se encuentra influenciada por factores como frecuencia y distribución de los tratamientos, eficacia de la droga, deposición de huevos, manejo de pasturas y condiciones pluviométricas (Barnes et al., 1995); esta condición está supeditada a la capacidad de transmisión de los genes resistentes de los parásitos supervivientes a su progenie (Taylor y Hunt 1989) generando que inevitablemente se desarrolle una resistencia antihelmíntica (Álvarez- Sánchez et al., 2006). Los reportes de resistencia antihelmíntica en países europeos involucran resistencia contra benzimidazoles, con reportes locales de levamizol y casos aislados de resistencia a lactonas macrocíclicas (Papadopoulos, 2008; Geurden et al., 2014). Así mismo, Bartley et al. (2004), y Wrigley et al. (2006) reportan un incremento en la resistencia antihelmíntica de Teladorsagia circumcincta para tres tipos de drogas antihelmínticas (fenbendazol, levamisol e ivermectina).   27     La resistencia antihelmíntica en alpacas de Europa fue reportado por primera vez en Bélgica por Sarre et al. (2012), quién reporta resistencia a lactonas macrociclícas en tanto, Jabbar et al. (2013) realizaron el primer reporte de resistencia a esta familia antihelmíntica para Haemonchus contortus en Australia, mientras que en ovinos se ha reportado en países como Nueva Zelanda (Mason y McKay, 2006), Inglaterra (Stafford y Coles, 1999) Grecia (Papadopoulos, 2008), España (MA-ÁS et al., 2003), Suecia (Höglund et al., 2009), Italia (Rinaldi et al., 2014) y Slovaquia (Čerňanská et al., 2006). A nivel de Sudamérica, la resistencia antihelmíntica ha sido reportado principalmente en tres países sudamericanos: Argentina, Brasil y Uruguay (Fiel et al, 2000; Suarez y Cristel, 2006), siendo común en estos países hallar frecuentemente granjas ovinas con resistencia múltiple a diversos parásitos, no en tanto, también se han reportado en otros países sudamericanos como Chile (Sievers y Alocilla, 2007), Bolivia (Mamani y Condori, 2009) y en nuestro país, en el cual se ha reportado el uso inadecuado de drogas antihelmínticas como levamisol, fenbendazol, albendazol e ivermectina en rumiantes en los distritos de Cajamarca y San Pablo (Esteban-Andrés et al., 2013), además de existir evidencia de resistencia antihelmíntica en ganado bovino a tremátodos como Fasciola hepática para triclabendazol y albendazol (Chávez et al., 2012); En relación a alpacas, existe un reporte en Puno, donde se concluye que existe resistencia antihelmíntica en alpacas a ivermectina para los Trichostrongiloideos, Nematodirus sp. y Lamanema chavezi (Traversso, 2011). Otros países como los provenientes de Norteamérica y Centroamérica, como Estados Unidos, México, Costa Rica (Torres- Acosta et al., 2012) y Nicaragua (Rimbaud et al., 2005) también han reportado casos de resistencia antihelmíntica. Cabe resaltar que los residuos de estos productos antiparasitarios pueden acumularse en los tejidos de los animales hospederos y por lo tanto, podría generarse consecuencias adversas para el caso de la salud humana que conllevarían perjuicios a nivel del comercio   28     internacional (Woolaston y Baker, 1996). Por lo tanto¸ es recomendable establecer una adecuada dosificación sin riesgo de resistencia y evaluación de la eficacia de las drogas antihelmínticas, como diagnóstico previo del estado sanitario y situacional del rebaño cual requiera redosificar (Franz et al., 2015), así pues, existe una variedad de evaluaciones válidas para monitorizar la resistencia antihelmíntica pero muchos de estos son costosos, laboriosos y consume mucho tiempo lo que genera que sea impráctico para trasladarlo a condiciones de campo (Dolinska et al., 2014). Debido a las consecuencias generadas por un incorrecto uso de los antiparasitarios y sus consecuencias económicas y en la salud humana, se ha llevado a cabo un creciente movimiento urgente y necesario para la comprensión de la epidemiología parasitaria para desarrollar diversas estrategias integradas de control de parásitos internos que son menos dependientes de antihelmínticos (Roeber et al., 2013; McManaus et al., 2014). 4.9.3. Métodos alternativos de control En relación a esta problemática, se han buscado alternativas para minimizar el impacto de los nematodos gastrointestinales y reducir las pérdidas económicas (Dobson et al,. 2011), desarrollando líneas de investigación relacionadas con alternativas naturales para el control de nematodos gastrointestinales en ovinos (Torres et al, 2007) como el consumo de forrajes ricos en metabolitos secundarios procedentes de plantas con acción antihelmíntica, control biológico de parásitos a través del uso de hongos, suplementación nutricional del hospedero (Krecek y Waller, 2006), desarrollo de vacunas candidatas potenciales (sobre todo moleculares) (Smith y Zarlenga, 2006; Nisbet et al., 2010), sin embargo, la investigación en ésta última área no ha tenido éxito, a no ser para parásitos de origen pulmonar pero aún permanecen en el área de la investigación.   29     En relación al manejo del pastoreo, éste consiste en diseñar estrategias que disminuyan la posibilidad de contacto entre las formas infestantes del parásito y del hospedero, actualmente los sistemas de pastoreo pueden ser: alternos, donde se alternan especies (bovino y ovino) o categorías (adultos y jóvenes) o rotativos donde la subdivisión en parcelas determina que se disminuya la permanencia o se aumenten los períodos de descanso (Castells, 2002). 4.9.4. Resistencia genética a nematodos gastrointestinales Una solución que ha retomado importancia pero tiene escasos estudios , es utilizar la resistencia genética del hospedero para el control de los nematodos (Morris et al., 2000) ya que se ha documentado claramente las diferencias entre especies en la capacidad de resistencia de especies como ovino, bovino y caprino a los nematodos gastrointestinales (Owen y Axford, 1991) así pues por ejemplo, es destacable que las razas ovinas de pelo de trópicos parecen tener habilidad genética para resistir o tolerar a los nematodos gastrointestinales siendo la mayoría de los genotipos productivos provenientes de estas zonas (Baker, 1995). Debido a estas diferencias entre hospederos con respecto a susceptibilidad y resistencia a parásitos, se han realizado múltiples estudios genéticos en ovejas durante más de 30 años, como resultado de los primeros estudios a partir del ganado vacuno, por lo que diversas investigaciones intentaron controlar la variación genética con respecto a cargas parasitarias de nematodos a través de las diferencias entre razas, a través de la variación genética entre los grupos provenientes de diferentes padres, y luego explotarlos a través de líneas de selección experimentales.   30     El término de resistencia a las enfermedades parasitarias se utiliza para describir tanto la resistencia a la infección, como a las consecuencias de la infección, es decir, a la enfermedad en sí (Woolaston y Baker, 1996). Sin embargo, se define ‘resistencia a la infección parasitaria’ como la capacidad del huésped de iniciar y mantener una respuesta para suprimir el establecimiento y controlar el ciclo biológico del parásito (Woolaston y Baker, 1995; Bishop y Stear, 2003). Por lo tanto, se consideran animales resistentes a los que poseen la habilidad de impedir la infección de nematodos gastrointestinales o eliminarla luego de instalarse (Castells, 2002). Cabe considerar que la infección por nematodos incluye el establecimiento de larvas ingeridas, velocidad y grado de desarrollo de éstos en el huésped, la mortalidad y la fecundidad del parásito así como el recuento fecal de huevos. Por lo tanto, la capacidad de seleccionar animales resistentes a nematodos gastrointestinales depende de la existencia de la variación genética entre los animales y su capacidad de resistencia o tolerancia a las infecciones parasitarias y la identificación de las razas de los animales más resistentes, ya que éstos presentan menor carga parasitaria que los animales susceptibles, siendo los primeros aptos para la reducción en la contaminación de los pastos y que necesitaran menor número de tratamientos antiparasitarios consecuentemente generando menos costo en antihelmínticos y de servicios veterinarios (Barger, 1989). El término de resiliencia involucra a los animales que poseen la habilidad de mantener niveles de producción aceptables bajo un desafío parasitario (Castells, 2002). Es decir, la capacidad de un animal para compensar los efectos negativos del parasitismo y mantener el nivel productivo (Alba-Hurtado y Muñoz-Guzmán, 2013). En tanto, el termino de tolerancia, define a la aptitud de sobrellevar la infección parasitaria tolerando sus efectos pero perjudicando su producción (Bishop y Stear, 2003), es decir describe la capacidad del huésped para resistir a los efectos patogénicos de la infección parasitaria, sin parámetros productivos óptimos (Castells, 2002).   31     Dentro de estas categorías, la resiliencia presenta menor heredabilidad que la resistencia y según Eady (2009), ambos caracteres presentan una correlación genética favorable por lo que generalmente se selecciona para resistencia, además la resiliencia puede ser evaluado por comparación entre la performance de animales infectados y no infectados (Albers et al., 1987) pero se considera como un rasgo más difícil en su medición, puesto que se necesita conocer los niveles de producción con presencia y ausencia de desafío parasitario. El contaje fecal de huevos es usado mundialmente para la resistencia del hospedero contra infecciones de nematodos gastrointestinales y para estimar el valor de la resistencia del hospedero (Rahman y Seip, 2006; Stear et al., 2007). Las estimaciones genéticas de heredabilidad de resistencia a nematodos son muy variables y dependen de la fiabilidad de la medición del fenotipo, el cual se ha determinado como el contaje fecal de huevos (FEC por sus siglas en inglés), para evaluar la gravedad de la infección por nematodos (Singleton et al., 2011) el cual presenta una moderada a alta correlación con la carga de nematodos, por lo que se considera como un indicador fiable de la carga parasitara y resistencia del animal (Beasley et al., 2010) ya que en términos prácticos sería imposible realizar el contaje directo de nematodos adultos en la necropsia de animales adultos (Goldberg, 2011). Sin embargo, cabe indicar que el FEC está influenciado por factores como temporada y puede no reflejar necesariamente la carga parasitaria real de los animales (Singleton et al., 2011). Para realizar esquemas de selección genética de mejoramiento en la resistencia contra nematodos gastrointestinales debe existir variación a nivel del fenotipo, la cual es atribuido a las variantes de la secuencia de ADN (Koudande et al., 2005; Yazdi et al., 2010). Actualmente, existen múltiples estudios que evidencian la variación genética en ovinos a nivel interracial (Gasbarre y Miller, 2000) como es el caso de la raza Massai Red, la cual ha obtenido un gran impacto en el aumento de la resistencia en términos de eficiencia general productiva (Baker et al., 2002). Otras razas cuya variación genética ha sido demostrado han   32     sido las razas Merino (Woolaston y Ventana, 2001), Scottish Blackface (Bishop et al., 1996), Romney (Korris et al., 2000) y Soay (Smith et al., 1999). A través de estos estudios, se evidencia potencialmente la mejora de la resistencia de los nematodos por introgresión de animales resistentes (Koudande et al., 2005; Yazdi et al., 2010), o aumentando su frecuencia dentro de una población. La selección de animales para resistencia contra nematodos gastrointestinales viene siendo desarrollada también en otras especies como la caprina, así pues Mandonnet et al. (2001) evaluaron la variabilidad de resistencia en cabras criollas en trópicos húmedos obteniendo variados valores para las correlaciones genéticas, además concluyen que esta característica es similar a un nivel de control genético a lo observado en ovinos obteniéndose una moderada heredabilidad. Cabe indicar que medidas hematológicas como el hematocrito y la respuesta inmune incluyendo recuentos de eosinófilos y las concentraciones de Ig A específica-nematodos e Ig E también han sido objeto de investigación; Sin embargo, estas mediciones fenotípicas varían con el tiempo y se ven afectados por las especies de nematodos y su exposición previa al hospedero (Bishop, 2012). Sin embargo, pese a la variación en las estimaciones de heredabilidad para estos indicadores fenotípicos, se considera que la resistencia a nematodos es moderadamente heredable (Bishop, 2012). Por lo tanto, de manera tradicional y por ser un índice de indicador indirecto de la carga parasitaria, la resistencia a los nematodos gastrointestinales se ha medido mediante el conteo de huevos de nematodos en las heces (huevos por gramo, HPG), de fácil medición y registro, por lo que se puede mejorar a través de selección (Dominik, 2005), es así que pues debido a que la resistencia a los nematodos gastrointestinales es moderadamente heredable (h2 = 0,23- 0,41) y debido a los avances genéticos al respecto han sido modestos (González-Garduño y Torres-Hernández, 2003), la selección de esta característica implica conocer los dos   33     mecanismos que participan en la resistencia a los nematodos: 1) La resistencia innata que considera la iniciación y mantenimiento de la respuesta inmune del hospedero que previene, reduce o elimina la infección (Balic et al., 2002); y 2) la resistencia adquirida, la cual está posiblemente controlada por genes diferentes los cuales se han estudiado en diversas razas como la Florida, Pelibuey, Blackbell y otras más (Torres - Hernández y Morteo - Gómez, 2009). La resistencia adquirida se genera después de un desafío y se evidencia cuando ocurre una nueva infección y las larvas que alcanzan el tejido se enfrentan a mecanismos humorales o celulares desarrollados por el sistema inmune que impiden su establecimiento o alteran las funciones de los parásitos reduciendo la infección (Balic et al., 2002). Dada la gran variabilidad en la eliminación de huevos de nematodos encontrada entre razas y dentro de razas, es factible la selección de ovinos con resistencia genética a nematodos gastrointestinales, por lo que un aspecto importante es conocer el nivel de infección ante el cual es posible determinar una respuesta adquirida en los corderos; por lo tanto, si las enfermedades parasitarias son un determinante significativo de limitancia en la rentabilidad, es viable que esta resistencia al parasitismo se deba considerar junto a otros rasgos de importancia genética (Woolaston y Baker, 1996), ello con el fin de seleccionarlos lo antes posible para implementar posteriormente un programa de selección de individuos con resistencia parasitaria como se ha venido llevando a cabo en especies como la ovina (Waller, 1993; Barger, 1993) y que no difieren de otro tipo de programa de mejora genética relacionada a otra característica. Existen varios reportes sobre la correlación entre el índice de huevo por gramo de ovejas madres y de sus corderos medido luego de su destete, así Vanimisseti (2003) y Hayward et al. (2010) encontraron una correlación entre la medición de las ovejas y de sus corderos generalmente muy bajas y no significativas, sin embargo Bouix et al. (1998) hallaron una correlación entre el índice de huevo por gramo de heces en ovinos polacos de lana larga y   34     de sus corderos a los 6-7 meses de edad de 0.58 ± 0.11. Estos reportes sugieren que las respuestas a la infección en corderos, en ovejas lactantes y no lactantes, no son similares; concluyéndose que la resistencia adquirida en corderos jóvenes y en ovejas adultas, estarían controladas por diferentes mecanismos genéticos. La mayoría de los índices de heredabilidad para contaje de huevo fecal en ovejas están generalmente en un intervalo de 0,2 a 0,4, siendo importante destacar que la resistencia a diferentes parásitos de tipo Strongylida parece estar fuertemente correlacionados genéticamente (Gruner et al., 1995), e incluso correlaciones genéticas entre Estrongylus y Nematodirus sp., están en menos 0,5 (Bishop et al., 2004). Se han publicado múltiples investigaciones sobre la genética de la resistencia a los nematodos en el ganado ovino en Nueva Zelanda y Australia. Morris (2000) resumió los datos publicados de conteo fecal de huevos en líneas de selección de razas de ovino Merinos en Australia y en ovinos de raza Romney y Perendales en Nueva Zelanda, así como la selección de una línea de ovinos de raza Romney concluyendo que existe una alta capacidad de resistencia en dichas razas. La heredabilidad realizada de las funciones transformadas diversamente de conteo fecal de huevos es en promedio de 0,32 (con error estándar desde 0,03 hasta 0,14), mientras que la heredabilidad de la medida de la resistencia a los nematodos fue de 0,14 ± 0,03. Recientemente, Safari et al. (2005) revisó las estimaciones de heredabilidad de diversas publicaciones (1992 a 2003), y encontró un promedio ponderado para transformar el conteo fecal de huevos de 0,27 ± 0,02, de 16 experimentos. En términos prácticos, la resistencia del huésped al endoparasitismo gastrointestinal se estima como un rasgo hereditario y se utiliza en programas de mejoramiento ya que se ha demostrado que es moderadamente heredable. Así pues, el progreso genético en el conteo fecal de huevos se está realizando en rebaños en los que se aplica la selección, con heredabilidades de aproximadamente 0.2 en Nueva Zelanda y de 0,22 en Australia. Sin embargo, se debe tener   35     en cuenta que la selección para características productivas como leche o tasa de crecimiento han tenido efectos de una correlación desfavorable para sanidad y fertilidad (McManaus et al., 2014) Con respecto a estimaciones de las correlaciones genéticas entre conteo fecal de huevos transformado y características productivas parecen variar con la raza y entre países, en particular en las estimaciones entre ovinos de raza woolled vs razas Merino (Morris et al., 2000) en Nueva Zelanda, y Safari et al. (2005) en Australia. Diversos estudios en Nueva Zelanda reportan que el conteo fecal de huevos se encuentra correlacionado genéticamente desfavorablemente con el crecimiento de los corderos, y con pesos de lana en todas las edades, mientras que los datos revisados por Safari et al. (2005) en la raza Merino sugieren que no existe significancia entre correlaciones genéticas del conteo fecal de huevos con crecimiento de los corderos o peso de vellón. Morris et al. (2000), reportaron resistencia hereditaria a especies Nematodirus sp. con estimaciones de heredabilidad de 0.15 ± 0.03 en los corderos de 4 meses de edad y 0,26 ± 0,04 a los 6 meses de edad, con correlaciones genéticas con los datos del conteo fecal de huevos registrada a las mismas edades que tienen un promedio ponderado de 0.43. La influencia genética sobre éste fenómeno en las ovejas de cría, no está bien documentada como la resistencia a nematodos gastrointestinales en corderos, aunque estudios previos han demostrado que es moderadamente heredable (Bishop y Stear, 2001) y que tendría una correlación genética moderada con la resistencia en los corderos (Morris et al., 1998). 4.9.5 Bases genéticas de la resistencia a nematodos gastrointestinales Desde 1979 se han realizado múltiples estudios cuyo objetivo principal fue identificar secciones del ADN que se relacionen con la variación fenotípica concerniente a resistencia   36     a parásitos, es decir los denominados locus de características cuantitativas (quantitative trait locus (QTL)) en la especie ovina tanto en animales susceptibles y resistentes. Dichos estudios han demostrado su localización en múltiples cromosomas involucrados: 1 (Diez- Tascon et al., 2002), 2, 6 (QTL para resistencia a T. colubriformis en familias de ovino Merino en Australia) (Beh et al., 2002), 14 (Davies et al., 2006) y 20, este último contiene muchos genes relacionados desde el punto de vista inmunológico como las proteínas que interactúan con el Complejo Mayor de Inmunohistocompatibilidad tipo 2 (MCH-II) y receptor de células T (TCR) (Janem et al., 2002; Obispo, 2012). En tanto, se ha dilucidado que a nivel del cromosoma 3, se han hallado genes en dirección este de los códigos de la región del interferón gamma (IFN-γ) por lo que estos fueron considerados como uno de los genes implicados en la inmunidad adquirida en la resistencia a nematodos gastrointestinales (Charon, 2003), En Alemania, un estudio sobre QTL de resistencia a los nematodos gastrointestinales, evidenció una asociación significativa entre los parámetros de resistencia (recuento de huevos fecales) y los marcadores genéticos OarCp73, DYMS1 y BM1815 (Janssen et al., 2002) ovejas de raza Rhönschaf. Además, en Escocia se identificó un antígeno ovino del complejo de inmunohistocompatibilidad tipo II (CMH-II) asociado a un nivel de 98% menor en el recuento de huevos en ovejas Scottish Blackface naturalmente infestadas con Ostertagia circumcincta. Así mismo, un estudio posterior evidenció que el antígeno (CMH) de clase II DRB1 estaba asociado con una reducción de diez veces el recuento fecal de huevos en ovinos. Por lo tanto, éste y otros resultados evidenciaban un rol de importancia del CMH-II en la resistencia a los parásitos en rumiantes menores sugierendo que la resistencia a nematodos gastrointestinales está relacionada con la inmunidad adquirida, es decir asociada a los genes IFN- γ y con el CMH- II, sin embargo, estudios actuales realizados por Dervishi et al. (2011) y Reyes-Guerrero et al. (2015) han manifestado que no se han   37     reportado diferencias en la relación fenotípica y genotípica en alelos del IFN-γ para resistencia a nematodos gastrointestinales Existen estudios que han hallado asociaciones potenciales entre el alelo ovino DQA2 y la resistencia a nematodos, evidenciándose una relación con el contaje fecal de huevos parasitarios, sin embargo éstas han sido dependientes con la edad de la oveja y el tipo de parásito (Hickford et al., 2011). Además otro estudio que involucra el alelo DRB1*1101 (antes llamado DRB1*0203) ha demostrado una reducción de la carga de Trichostrongylus. circumcincta, y un aumento de los niveles de IgA y IgE mucosal e incremento del número de mastocitos (Hassan et al., 2011). Se ha reportado que los hospederos no tienen la misma susceptibilidad ni las mismas respuestas inmunológicas a diferentes especies de parásitos y, por lo tanto, la identificación de QTL que afectan la resistencia a especies de parásitos específicos requieren un estudio fenotípico complementario extenso de una estructura poblacional apta para realizar un análisis estadístico, los cuales requieren genealogías de al menos dos, tres o más generaciones, de preferencia con padres comunes ampliamente usados. Este aspecto es una limitante actual en nuestro país, ya que el uso de registros genealógicos es escaso, Sin embargo, en países desarrollados la disponibilidad creciente de marcadores genéticos obtenidos por la secuenciación del genoma ha generado la posibilidad de acortar el tiempo requerido para la resistencia ya que se dispone de marcadores genéticos o de la selección genómica (Obispo, 2012). Actualmente, también se opta por una prueba de marcadores de ADN o la selección asistida por marcadores a los criadores que desean seleccionar para mejorar la resistencia, denominada 'WormSTAR ™, el cual es llevado a cabo en países como Nueva Zelanda. Este método explica aproximadamente el 2.03 a 3.06% de la variación genética de los rasgos del   38     conteo fecal de huevos, 4.8 a 5.5% de los rasgos de peso vivo, 3,7% para los rasgos de lana y un 6,2% para el peso magro (McEwan et al., 2008). Estudios iniciales con marcadores de microsatélite han demostrado que la resistencia es un rasgo poligénico, es decir la resistencia es determinada por pequeñas contribuciones de múltiples genes, sin embargo en años más recientes, éstos en gran parte han sido substituidos por el polimorfismo de nucleótido único (SNP) ya que poseen un alto rendimiento y una plataforma de genotipificación más económica (Obispo, 2012). Así Kemper et al. (2012) reportan que ninguno de estos SNPs fueron localizados cerca de la región del IFN- γ y MHC que fueron asociados a los QTL. Por lo tanto, basado en la pequeña contribución aditiva de estos SNPS, los autores sugirieron que haya cientos o miles de variantes genéticas que contribuyen a la resistencia a nematodos gastrointestinales en ovinos (Kemper et al., 2011), y es posible que existan diferentes subgrupos de genes que confieran la resistencia/sensibilidad a través de diferentes vías. V. MATERIALES Y METODOS 5.1 Localidad de estudio El presente estudio se realizó en las cooperativas de San Pedro de Racco y Yurajhuanca, localizadas en la Región Pasco, provincia de Cerro de Pasco. Cada una con una altitud aproximadamente entre los 4375 y 4350 msnm respectivamente y expuestas a un rango de temperatura anual entre 0 y 9°C. En cuanto, a las condiciones climáticas, San Pedro de Racco se encuentra en zona de vida Páramo húmedo subandino, según la clasificación de   39     Holdridge, ésta se caracteriza por tener un clima frío y seco, con una precipitación fluvial anual entre 700 a 900 mm. Yurajhuanca ha sido clasificado de acuerdo a Holdridge (1987) como Páramo muy húmedo Subalpino Tropical, de topografía variante entre suave a ligeramente ondulada, posee un paisaje de mezcla de colinas y montañas de pendiente variable, escasa pedregosidad y afloramiento rocoso. Las variables climatológicas promedio de los últimos años revelan una temperatura media anual de 13.0 °C, una media anual mínima de – 4.2°C con un promedio de 6.7°C. El promedio de precipitación total es de 1,191.9 mm con un promedio mensual de 99.3 mm. Los meses con mayor precipitación son diciembre, enero y marzo, en tanto que los meses con menor precipitación son junio y agosto. La evaporación varía entre 5.6 a 61 .2 mm de la precipitación, con un promedio mensual de 34.8 mm, siendo agosto el mes con mayor evaporación y abril el mes con menor evaporación, la humedad relativa del ambiente varia de 63% en el mes de junio a 75.5% en marzo, con un promedio mensual de 70.9 % (Flores et al., 2009). 5.2 Población de Animales Ambas cooperativas presentaban un número aproximado de 4 mil alpacas y 7 mil ovinos de razas Huacaya y Corriedale respectivamente, divididas en majada y plantel de acuerdo a sus parámetros productivos. Siendo los segundos seleccionados para el presente estudio por poseer registros genealógicos y productivos. Las condiciones de crianza prevalecientes, tanto para las alpacas como para los ovinos (rebaños mixtos) son similares, sobre pradera natural (pastizal). Ambas poblaciones se encuentran permanentemente sujetas a un manejo extensivo, permaneciendo todo el tiempo a campo abierto. Los empadres con respecto a estas dos comunidades son de tipo alternado, exponiéndose las hembras a los machos a la edad promedio de 2 años en las   40     alpacas y 18 meses en los ovinos, luego de pasar por un proceso selectivo que consiste en edad y clase selectiva para las alpacas y ovinos. Las épocas de empadre correspondieron a los meses de mayo y junio para ovinos y desde la quincena de enero hasta la quincena de marzo para las alpacas; y, consecuentemente, las pariciones tienen lugar en los meses de enero y febrero para alpacas y entre octubre y noviembre para ovinos. Los ovinos en estudio correspondieron a adultos, jóvenes y crías de las temporadas secas y lluviosas de los años 2014, 2015 y en las alpacas además de tales categorías y años, se incluyó la época lluviosa del 2016. El número muestreal varió por cada mes de muestreo (Cuadro 1). Cuadro 1. Número de ovinos y alpacas muestreados en los periodos de estudio para la evaluación de la dinámica parasitaria y categorización fenotípica de resistencia. 5.3 Análisis de variables Se determinaron variables relacionadas al animal como raza, edad, identificación, sexo y categoría etaria; con relación a la raza, los ovinos fueron de la raza Correidale y las alpacas a la raza Huacaya; Con relación a la identificación, sólo los animales de plantel fueron identificados con aretes auriculares. Con relación al sexo, las hembras predominaron sobre los machos. De acuerdo a la edad, se categorizó del siguiente modo, ovinos: menos de un   41     año de edad (Dientes de leche), 1- 1.5 años (2 dientes permanentes), 2-2.5 años (4 dientes permanentes), 3-3.5 años (6 dientes), 4-4.5 años (boca llena de dientes permanentes); alpacas: La categorización zootécnica se realizó bajo el siguiente esquema, ovinos: crías (0 a 4 meses), borreguilla o borreguillo (4 a 6 meses), Borrega o borrego (6 a 18 meses) Oveja o carnero (Mayor a 18 meses); alpacas: Crías (0-8 meses), alpacas jóvenes de 2 dientes (2.5 – 3.5 años), alpacas jóvenes de 4 dientes (3.5-4.5 años), alpacas boca llena (4.5 años a más) (Oyagüe, 2010). 5.4 Análisis parasitológico 5.4.1 Toma de muestra coprológica Las heces fueron recolectadas directamente del recto y colocadas en bolsas de polietileno debidamente identificadas con un código que registrado en el formato de muestreo. Todas las muestras colectadas se almacenaron y transportaron en cajas isotérmicas de poliestireno estirado con geles refrigerantes para su conservación hasta su posterior análisis en el Laboratorio de Parasitología de la Facultad de Zootecnia de la Universidad Nacional Agraria La Molina (FZ-UNALM), el tiempo que varió entre la colección de muestras y su análisis fue entre 1 a 2 días debido al transporte. 5.4.2.1 Método McMaster modificado Las muestras fecales se analizaron mediante la técnica McMaster modificado (Ueno y gonçalves, 1998) para obtener el conteo de Huevos por Gramo de Heces (HPG) de huevos nematodos de tipo Strongilído. En el año 2014 se realizó el contaje de huevo por gramo de heces con la cámara McMaster de doble compartimiento y en el 2015 se utilizaron las cámaras New Triple-Chambered McMaster Counting Slides (Chalex corporation®, USA).   42     Luego de la recolección de heces, estas fueron homogenizadas para que los huevos en las heces estuvieran uniformemente distribuidos. Posteriormente se procedió a pesar 2 gr de la muestra y de acuerdo al peso, se adicionó 28 ml de solución de flotación de sal y azúcar, luego de su homogenización, se filtró la solución a través de cuatro capas de gasa, transfiriéndola a un beaker de plástico. Seguidamente se agitó constantemente la solución filtrada y, se extrajo una alícuota con una pipeta Pasteur de plástico de 3ml, para introducirlo en cada una de las divisiones de la cámara Mc Master. Las cámaras reposaron por aproximadamente tres minutos. Luego se observó el contenido de la cámara McMaster en el microscopio con un lente objetivo de 10X. Todos los huevos que se encontraron dentro del límite del recuadro de ambas divisiones de la cámara Mc Master fueron relacionados en el formato según su código correspondiente. Para el cálculo de los huevos por gramo de heces se multiplicó por cincuenta y por ocho la suma de la cantidad de huevos encontrados en ambas divisiones de la cámara de doble y triple compartimiento respectivamente. 5.4.2.2 Análisis de coprocultivos Las muestras positivas a huevos tipo Strongilído fueron sometidos a cultivo de larvas, en pool distribuidas según adultos y crías y recuperándolas por el método de Baermann (Ueno y Gonçalves, 1998). Loa pooles fueron recolectadas en un envase, rotuladas y mezcladas en igual proporción con vermiculita (1:1), cada envase fue cubierto con papel platino y diseñado para su adecuada ventilación. Posteriormente fueron humedecidas interdiariamente para evitar el crecimiento de hongos durante su periodo de cultivo, el cual varió entre 10 (verano) a 14 días (invierno).   43     5.4.2.3 Método de Baermann Esta técnica permite colectar las larvas de tercer estadío de nematodos desde los coprocultivos (Ueno y Gonçalves, 1998 y con el empleo del aparato de Baermann. Se procedió a envolver los cultivos de heces con cuatro capas de gasa de forma esférica, se agregó agua tibia hasta cubrir la mayor parte de la gasa. El cultivo de heces permaneció en el aparato de Baermann en agua por más de 8 horas. Finalmente, se colectó las larvas en un tubo de centrifugación de 50 ml a través de la manguera de jebe del aparato de Baermann, luego se rotuló con la misma etiqueta del cultivo puesta en el embudo y se almacenó en refrigeración (4° C). Luego se descartó el sobrenadante de los tubos, dejando un sedimento de aproximadamente 2 ml, luego fueron sometidos a baño maría, en un recipiente con el agua a 55-57 °C, por un minuto para generar su estiramiento. Finalmente se adicionó el formol al 10% hasta completarse en 10 ml y se dejó reposar por 5 minutos para refrigerarlas hasta su empleo. 5.4.2.4. Identificación de larvas Loa géneros de las larvas infectivas fueron determinados por características morfológicas y biométricas mediante un software de medición (Leica Application Suite Versión 4.0, Suiza) (Van Wyk y Mayhew, 2013). Basándose en medidas como el total de la longitud de la larva, medición de la longitud de la cola, forma de cabeza, así como el contaje de número de células gastrointestinales. 5.4.3 Grado de parasitismo Se establecieron los siguientes niveles de infección: Negativos: 0 hpg; Infección leve: 50 a 200 hpg; Infección moderada: >200 a 800 hpg; Infección Elevada: > 800 hpg (Morales et al., 2010; Hansen y Perry, 1994; Ensuncho-hoyos, 2014).   44     5.4 Análisis estadístico 5.4.1 Dinámica parasitaria Se calculó la prevalencia de infestación parasitaria mediante la determinación del número de muestras fecales positivas. La dinámica parasitaria fue representada con gráficos mediante el programa PRISM. 5.4.2 Análisis descriptivo Se realizó la transformación a través del logaritmo natural del HPG con el fin de su normalización mediante el programa SAS empleando la siguiente ecuación: LnHPG= Ln (HPG+1) Posteriormente se realizó la estandarización, en la cual generó que la media tenga valor 0 y la desviación estándar tenga el valor de 1, facilitando hallar los valores por debajo y encima de éstos para su rápida categorización. Se determinó el análisis de la estadística descriptiva de los valores HPG sin transformar, con su respectiva transformación y estandarización. Se asumió la estratificación de categorías de acuerdo al siguiente criterio: los ovinos y alpacas susceptibles mostraron parasitismo sostenido y alto en los años o momentos en que se realizaron las evaluaciones, y los resistentes tuvieron los valores más bajos o tuvieron recuentos nulos. Los animales intermedios tuvieron el HPG normalizado a 1 unidad de la desviación estándar a ambos lados del promedio de los valores de HPG normalizados (Yazwinsky et al., 2006; Vatta et al., 2009) ambas variables se encuentran correlacionados fenotípicamente y genéticamente (Brown y Tier, 2003). 5.4.3 Asociación categoría etaria y grado de parasitismo   45     Para determinar si existe asociación entre categoría etaria (adultas, jóvenes y crías) y al grado parasitario (leve, moderado y elevado) se aplicó el test de Cochran-Mantel-Haenszel. VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 6.1 Dinámica parasitaria 6.1.1 Plantel de ovinos   46     En ovinos de San Pedro de Racco, la prevalencia general en ambos años de estudio fue 65.20 % (208/319), y en Yurajhuanca se obtuvo una prevalencia general de 35.35 % (76/215) en un año de estudio. 6.1.1.1 Cooperativa comunal San Pedro de Racco En época de lluvias (febrero) se hallaron cargas leves a moderadas en adultos y crías, obteniéndose un promedio de 525 hpg y en los adultos de 480 hpg, (Fig. 1a). En época seca (agosto), la crías posdestete tuvieron un promedio de 1322 hpg. Cabe resaltar que en tal categoría se alcanzó niveles de hasta 2850 hpg. En los adultos no se presentaron cargas de tal magnitud, sólo una oveja tuvo un recuento moderado de 500 hpg (Fig. 1b). En octubre se observaron cargas leves, moderadas y altas, predominando las cargas leves, cuyo promedio fue 445 hpg para crías. Con relación a los animales adultos se hallaron cargas leves y moderadas predominando las cargas leves, para este grupo se obtuvo un promedio de 207 hpg (Fig. 1c). En noviembre, En esta ocasión las crías, borregas y adultas tuvieron cargas moderadas y elevadas. La observación microscópica de otros huevos parasitarios de nematodos correspondieron a Nematodirus sp., y Trichuris sp., los cuales en los periodos de estudio fueron predominantes en crías. Siendo Trichuris sp. hallado con mayor frecuencia en las crías llegando a alcanzar cargas elevadas de hasta 1650 hpg (Fig. 1d).   47     (a) (b) (c) (d) STE: Strongilído Type Egg (Huevo tipo Strongilído) EPG: Eggs per gram (Huevos por gramo) Figura 1. Dinámica parasitaria en ovinos de plantel de la cooperativa de San Pedro de Racco del año 2014: (a) Febrero (b) Agosto (c) Octubre (d) Noviembre En los muestreos del 2015, las cargas de HTS se caracterizaron por ser leves tanto en adultos como en crías en todos los muestreos, los cuales no llegaron pasar de un promedio de 50 hpg   48     (Fig. 2 a-d). En el primer y penúltimo muestreo (abril y octubre) (Fig. 2 a, d) realizados en los meses de se observa un mayor contaje de parásitos como Trichuris sp. y Nematodirus sp mayormente en crías. Cabe resaltar que una gran proporción de adultas gestantes no fueron incluidas por decisión de la cooperativa comunal. (a) (b) (c) (d)   49     (e) STE: Strongilído Type Egg (Huevo tipo Strongilído) EPG: Eggs per gram (Huevos por gramo) Figura 2. Dinámica parasitaria en ovinos de plantel de la cooperativa de San Pedro de Racco del año 2015: (a) Abril (b) Julio (c) Setiembre (d) Octubre (e) Noviembre Debido al manejo sanitario y por no alterarlo, se decidió tomar muestras entre uno a dos meses con respecto a los tratamientos antihelmínticos, es así que en el 2014, se observa que en el mes de febrero existe predominancia de cargas moderadas (antes de la primera dosificación en marzo) en tanto que, en agosto, se hallan altos niveles de hpg tanto en crías como en animales adultos alcanzando niveles moderados y altos. En los muestreos de octubre y noviembre (a un mes de dosificación) se observa cargas parasitarias moderadas a elevadas, lo cual coincide con la temporada posparto y lactación de las hembras reproductoras dentro del muestreo, en el cual existen altos recuentos de hpg en madres posparto tal como lo reporta Goldberg et al, 2012 quienes hallaron que, la mayor tasa de eliminación de huevos de tricostrongilídos en las heces se produce entre las 2 y 4 semanas semana posparto, en tanto que Pinto et al. (2011) en Brasil hallaron que, la mayor elevación en la excreción de huevos ocurrió entre la 5 y 8 semana posparto, autores como Nari et al.   50     (1977) indican que la máxima eliminación posparto se lleva a cabo a las 6 a 8 semanas, con lo cual confirmaría que los animales posdestete y las hembras posparto y lactación son las categorías con mayor frecuencia afectadas, ya que en situaciones de estrés se genera una ruptura de la inmunidad y por consecuente las larvas arrestadas por hipobiosis reinician su desarrollo, siendo las borregas las que contaminan los pastos en un 75% de las pasturas, en tanto que las crías posdestete contaminan en un 25% de las pasturas (Leguía y Casas, 1999); en tanto que los animales adultos (mayor de 14 meses) presentan poca variación en el contaje fecal (Eady, 2009). El cultivo de larvas, realizado entre los meses febrero (época de lluvias) y octubre (época seca), permitió identificar diferentes especies parasitarias midiendo sus larvas de tercer estadio (L3); evidenciándose en adultos predominancia de Oesophagostomum columbianum 41%, Trichostrongylus columbiformis 25%, Chabertia ovina 13%, Ostertagia sp. 12 % y Teladorsagia sp. 9 %. En octubre la medición de parásitos en corderos arrojó Chabertia ovina 48 %, Trichostrongylus columbiformis 24%, Oesophagostomum columbianum 24% y Teladorsagia sp. 4 %. Las cargas parasitarias de larvas infectivas mantienen las mismas especies en ambas temporadas, sin embargo se observa una disminución del porcentaje de Oesophagostomum columbianum y un aumento de Chabertia ovina a fines de la época seca, sin embargo no se reporta una estacionalidad marcada de ambas especies que genere esta variación. Las especies encontradas no representan hallazgos que guarden total concordancia con estudios previamente realizados en países extranjeros, que colocan a Haemonchus contortus como parásito predominante; es así que Mandonnet et al. (2001) refieren el hallazgo de este parasito en los primeros dos años de estudio, y reportan como predominante, en su tercer año de estudio, a Trichostrongylus columbiformis y con menor frecuencia a Oesophagostomum columbianum. Además Wanyangu et al. (1996) reportan a Haemonchus   51     contortus como predominante en África, evaluando la resistencia a éste de la raza caprina Red Massai, obteniendo buenos resultados atribuibles a una eosinofilia periférica mejorada. En Uruguay, a diferencia de nuestro estudio también hallaron a Haemonchus contortus como especie predominante en ovinos (Goldberg et al., 2012); así mismo, Castells (2009) y Nari et al. (1977) reportan a este parásito y a Trichostrongylus spp. como predominantes. En Nigeria, Idika et al. (2012) reportan predominancia de Haemonchus contortus sobre especies como Trichostrongylus spp. Oesophagostomum spp y Strongyloides spp.. En Polonia, en un estudio realizado durante tres años, también hallaron Teladorsagia circumcincta y al Haemonchus contortus como especies mayoritarias; otros parásitos encontrados fueron Cooperia curticei, Trichostrongylus vitrinus, Trichostrongylus colubriformis y Nematodirus fillicolis, hallazgos que coincidieron parcialmente con lo encontrado en el presente estudio ; así mismo, en Oceanía, Nueva Zelanda y Australia se reporta a Haemonchus contortus como principal causante de la nematodiasis. A diferencia de nuestro estudio, gran parte del mundo señala al nematodo hematófago Haemonchus contortus como el principal problema en la nematodiasis; sin embargo, nuestro estudio no halló, ni siquiera en porcentajes mínimos, a este parásito. Aparentemente, el clima hóstil, con alta frecuencia de precipitaciones, de la sierra central del Perú, a diferencia del ambiente tropical y subtropical cálido, propicio para Haemonchus contortus genera que éste no se encuentre presente en la zona donde se ha realizado el estudio. Cabe indicar que durante el año 2015 hubieron 4 desparasitaciones, en abril se dosificó a todo el plantel con tenicidas (praziquantel) y 15 días después se realizó el muestreo, en mayo se realizó la primera dosificación con albendazol y se prosiguió con el muestreo después de un mes (julio), la segunda dosificación con albendazol ocurrió en setiembre, 15 días antes del muestreo. En octubre se realizó una dosificación con ivermectina y albendazol luego de realizar el muestreo, y finalmente en noviembre, 10 días se concluyó con un último muestreo.   52     Si bien fue complicado controlar el calendario sanitario de la cooperativa e interferir con su programa de dosificación, se procuró ajustar los muestreos entre los 10-15 días a 1 mes de la dosificación, sin embargo, los muestreos estaban sujeto no sólo a las dosificaciones sino a la disponibilidad de los administradores y trabajadores de la cooperativa y se tenía que muestrear de igual modo dentro del periodo establecido luego del destete de las crías. Sin embargo, estos 15 o a 30 días de diferencia, se detectaron cargas leves en todas las categorías, lo cual se asume que por decisión de la cooperativa en no permitir el muestreo de todas las hembras preñadas no se halló magnitud en las cargas parasitarias ni tampoco la pequeña cantidad de animales que excretan grandes contajes de huevos fecales como lo es reportado en la mayoría de estudios y que se evidenció en el año 2014. Con relación al distribución de la carga fecal de huevos de nematodos, al igual que en estudios realizados en distintas explotaciones ovinas, en la evaluación del año 2014, se halló una alta proporción de ovinos con leve a moderado contaje parasitario, y una baja proporción de ellos con una cuenta muy elevada; siendo los primeros mayormente hembras posparto y lactación y los segundos principalmente crías que atribuible a su fase , particularmente en el período de estrés posdestete, y subsecuente rápido crecimiento, los predispone a la nematodiasis; más aún, por su inmadurez inmunitaria y efectiva contra los nematodos gastrointestinales. En el año Resultados que concuerdan con estudios realizados en Colombia (Ensuncho-Hoyos et al., 2014) y en Venezuela (Quiroz et al., 2011). 6.1.1.2 Cooperativa comunal Yurajhuanca En el año 2015, se realizaron 3 muestreos que estuvieron dentro de los 6 meses posdestete de las crías (abril, julio y setiembre), sin embargo por problemas de manejo no se pudo realizar un seguimiento de las crías posdestete. Los animales positivos a la helmintiasis fueron disminuyendo en cada periodo. Así pues en abril, se halló un 57 % (57/100), en julio   53     16.98% (18/100) y finalmente, en setiembre de 9 muestras, sólo un animal tuvo carga leve. Para estos muestreos se realizó el análisis coprológico de McMaster Modificado mediante las cámaras de triple-chambered McMaster counting slide (Chalex corporation®). (a) (b) (c) STE: Strongilído Type Egg (Huevo tipo Strongilído) EPG: Eggs per gram (Huevos por gramo)   54     Figura 3. Dinámica parasitaria en ovinos de plantel de la cooperativa de Yurajhuanca del año 2015: (a) Abril (b) Julio (c) Setiembre En abril, todos los animales muestreados fueron adultos, obteniéndose una prevalencia moderada de 57% (57/100) con un promedio de 71 hpg. En el mes de julio, se muestrearon a 57 adultas y 49 crías, de las cuales sólo 18 animales fueron positivos, en las adultos, 9/57 tuvieron cargas leves con un promedio de 14.22 hpg, y las crías 9/49 del mismo modo obtuvieron cargas leves con un promedio de 17.77 hpg, y no se hallaron otros parásitos de huevos diferentes al HTS (Figura 3). Cabe considerar que el programa de desparasitación en esta cooperativa fue de 3 veces al año, en los meses de abril con Triclalbendazol, agosto (albendazol) y diciembre (rafoxanide + albendazol) ya que las principales parasitosis registradas son la nematodiasis neumogastroentérica y distomatosis hepática. Debido a esto se realizó los muestreos antes del primer tratamiento antihelmíntico en abril, luego de dos meses del segundo tratamiento (setiembre) y antes del último tratamiento (octubre y noviembre). Durante estos meses las condiciones climáticas fueron mas adversas para los parásitos por tratarse de época seca, las cargas halladas fueron predominantemente leves a moderadas, sin embargo estos niveles no son indicativos de que el animal padezca efectos leves ya que se debe tener en cuenta que la patogenicidad difiere entre parásitos, generando disminución en los parámetros productivos de los animales o incluso la muerte de los animales más jóvenes como los corderos. Se realizó un cultivo de larvas en el primer muestreo obteniéndose una predominancia de Chabertia ovina (72.5%), Trichostrongylus colubriformis (20 %) y Teladorsagia   55     circumcincta (7.5 %), los cuales también fueron registrados en la cooperativa comunal de San Pedro de Racco en similares proporciones. 6.1.2 Plantel de alpacas En alpacas de San Pedro de Racco se determinó una prevalencia total de parasitismo gastrointestinal a nematodos de 21.43 % (51/238) y en Yurajhuanca se obtuvo una gran cantidad de muestras con cargas nulas, obteniéndose una prevalencia general de 3.93% (7/178) en los cinco periodos de muestreo de los años 2014, 2015 y 2016, los cuales son hallazgos bajos comparado a lo hallado de otras zonas de la sierra del Perú, como 68.4 % en Cuzco y varios distritos de Puno (entre 33,8% y 85%), derivados de diferentes estudios (Melo, 1997; Wolf, 2010; CEDER, 2009 y Contreras et al., 2014). (a) (b)   56     (c) (e) STE: Strongilído Type Egg (Huevo tipo Strongilído) EPG: Eggs per gram (Huevos por gramo) Figura 4. Dinámica parasitaria en alpacas de plantel de la cooperativa de San Pedro de Racco: (a) Agosto, 2014 (b) Enero, 2015 (c) Octubre, 2015 (d) Enero, 2016 (e) Abril 2016 6.1.2.1 Cooperativa comunal San Pedro de Racco En la época seca de 2014 (agosto) se hallaron cargas parasitarias leves al analizarse un total de 67 alpacas. En adultos y crías se hallaron cargas promedio de 50 hpg, En animales jóvenes   57     además se hallaron los géneros Nematodirus sp. y Trichuris sp., hallándose el segundo con cargas de hasta 250 hpg. Para este muestreo se realizó un coprocultivo de las alpacas adultas hallándose las especies Trichostrongylus colubriformis (66 %), Teladorsagia circumcincta (32%) y Oesophagostomum columbianum (2%). En la época de lluvias (enero), en general, se hallaron cargas de hpg con niveles nulos a leves y los géneros de Nematodirus sp y Trichuris sp. no tuvieron cargas mayores de 50 hpg. En la época seca del mismo año (octubre), se halló predominancia de cargas nulas tanto en adultos y crías, los pocos animales que tienen recuentos leves no tuvieron cargas mayores de 150 hpg. En el año 2016, se realizó un seguimiento de las crías posdestete tanto en los meses de enero (época de lluvias) y abril (época seca). En el primer muestreo, las crías fueron positivas con cargas leves cuyo promedio fue 11.48 hpg. Así mismo, se hallaron géneros como Nematodirus sp. con cargas desde 8 hasta 32 hpg. y Trichuris sp. con cargas que varía desde 8 hasta 24 hpg. En abril, los animales adultos presentaron cargas leves, obteniendo un promedio de 18.78 hpg. Otros géneros hallados fueron Nematodirus sp.(cargas desde 8 a 32 hpg), Trichuris sp. (cargas desde 8 a 24 hpg) y Lamanema sp. (cargas de 8 hpg). Las cargas se mantuvieron en niveles leves en los animales, cabe indicar que para los muestreos no todas las hembras preñadas fueron agregadas ya que la cooperativa por consideración del estrés generado por la sujeción y del muestreo decidió no hacerlas parte del muestreo, ya que al principio del presente estudio se tuvo como objetivo la toma de muestra sanguínea a los animales para evaluar resiliencia. Esto generó que las cargas fecales   58     no tuvieran ni tendencias mínimas en el cual se cuenten con una pequeña proporción de animales con niveles elevados de hpg ((Figura 4). A diferencia de varios reportes a nivel mundial, donde la resistencia antihelmíntica y la problemática de la nematodiasis en alpacas es un problema emergente, en el presente estudio se puede inferir que los niveles de carga parasitaria en alpacas de nuestra sierra central son predominantemente leves, por lo cual podría atribuirse a una adaptación y/o resistencia evolutiva de las alpacas ante un ambiente hóstil altitudinal de las praderas altoandinas, con lo cual a diferencia de alpacas introducidas en otros países mantienen la susceptibilidad a enfermedades parasitarias e infecciosas, sin embargo, las alpacas coinciden en la fauna parasitaria de los estudios a nivel nacional, así pues Contreras et al. (2014) reportan el hallazgo de Nematodirus sp., Trichuris sp., Capillaria sp., Lamanema sp y nematodos de huevo tipo Strongílido; en tanto que Pérez et al. (2014) presentaron similares resultados hallando los géneros Nematodirus sp., Cooperia sp., Ostertagia sp., Trichostrongylus sp., Oesophagostomum sp., Lamanema sp.y Bunostomun sp. en su estudio. A diferencia de los datos publicados internacionalmente, Rose-Ann et al. (2010) reportan a parásitos como H. contortus en un 80 a 100% y a T. colubriformis principalmente en su estudio, en el cual hallaron resistencia en nematodos de alpacas a Ivermectina y al febendazol, en tanto que a Moxidectina en nematodos de llamas en Estados Unidos. Además en Bélgica, Sarre et al. (2011) y en Australia, Jablar et al. (2013) hallaron igualmente parásitos como Haemonchus contortus principalmente, Cooperia oncophora, Trichostrongylus sp., Nematodirus sp. y Teladorsagia sp., los cuales los dos últimos fueron hallados el coprocultivo realizado en el presente estudio. La diferencia de especies es principalmente por diferencias geográficas, al igual que en ovinos, Haemonchus contortus es el nematodo de mayor perjuicio a nivel mundial y que predomina en climas tropicales y subtropicales en tanto que las otras especies   59     de nematodos como Trichostrongylus sp,,Nematodirus sp. entre otros pueden convivir en climas fríos. 6.1.2.2 Cooperativa comunal de Yurajhuanca En Yurajhuanca se obtuvieron una gran cantidad de muestras con cargas nulas, obteniéndose una prevalencia general de 3.93% (7/178) en los cinco periodos de muestreo. (a) (b) (c) (d)   60     STE: Strongilído Type Egg (Huevo tipo Strongilído) EPG: Eggs per gram (Huevos por gramo) Figura 5. Dinámica parasitaria en alpacas de plantel de la cooperativa de Yurajhuanca: (a) Agosto, 2014 (b) Enero, 2015 (c) Marzo, 2015 (d) Enero, 2016 (e) Abril 2016 En agosto del 2014 (época seca), tanto adultos como crías obtuvieron cargas leves de 50 hpg para HTS y otros nematodos como Nematodirus sp. y Trichuris sp. respectivamente. En el año 2015, se realizaron dos muestreos: enero del 2015 y del 2016 (época de lluvias) muy pocos tuvieron cargas leves de 50 hpg. En tanto que en marzo del 2015 (época de lluvias) todos manifestaron cargas negativas y en el 2016 sólo se obtuvo un animal con carga positiva de 50 hpg (Figura 5). Sumado a la resistencia adaptativa presumible en las alpacas anteriormente descritas, las condiciones climáticas en Yurajhuanca tienden a ser muy marcadas, caracterizándose por alta cantidad de precipitaciones y granizo lo que genera que el clima sea adverso y por lo tanto se genere un estado de quiescencia de las larvas L4, los cuales pueden permanecer meses sin desarrollarse dentro de la mucosa del estomago e intestino, sin embargo en los primeros muestreos cabe indicar que se registró cargas moderadas de Nematodirus sp. y Trichuris sp., de estos parásitos, el primero presenta desarrollo de la L1, L2 y L3 dentro del huevo y en el segundo las larvas infectivas se desarrollan dentro de los huevos constituyendo los huevos larvados las formas infectantes (Leguía y Casas, 1999).   61     6.2 Estadística descriptiva Para ovinos de San Pedro de Racco, se observó que la distribución del recuento de HPG es asimétrica hacia la izquierda; lado en el cual existe gran cantidad de animales con altos recuentos de HPG; en tanto que, hacia la derecha, está compuesta por poca cantidad de animales, con valores de HPG muy elevados, similar a los reportado por otros autores (Stear et al., 2007). En los otros muestreos para ambas especies y localidades no presentaron este tipo de patrón. Así mismo, se realizó la estadística descriptiva a nivel anual de las colectas realizadas, tanto la variable HPG y LOG HPG fueron estandarizados ya que estos valores presentan mejor ajuste a la distribución de los criterios de selección y agilizó la identificación de la categorización de los animales. 6.3 Categorización fenotípica 6.3.1 Plantel de ovinos La categorización fenotípica en ovinos de plantel de San Pedro de Racco, se realizó en 136 animales estratificados en 2 periodos de evaluación, los animales intermedios y susceptibles se hallaron presentes predominando los intermedios en tanto que, se halló incipiente la presencia de animales resistentes en el periodo de evaluación en todas las categorías etarias y para todos los años obteniéndose: Intermedios 69.12 % (94/136), Susceptibles 26.47 % (36/136) y Resistentes 4.41% (6/136) (Cuadro 2). Cuadro 2. Categorización de ovinos adultos y crías en los años 2014 y 2015 de ovinos de la cooperativa San Pedro de Racco. 2014 2015 Total   62     CATEGORIA Adultos Crías Adultos Crías 6 12 94 INTERMEDIOS 42 34 1 1 6 RESISTENTES 4 0 2 8 36 SUSCEPTIBLES 14 12 TOTAL 60 9 46 21 136 La categorización en ovinos de plantel de Yurajhuanca, se realizó en 174 animales, los animales intermedios y susceptibles se hallaron presentes predominando los intermedios en tanto que, se halló nula la presencia de animales resistentes en el periodo de evaluación, obteniéndose: Intermedios 63.79 % (111/174), Susceptibles 23.56 % (41/174) y Resistentes 12.64 % (22/174) (Cuadro 3). Cuadro 3. Categorización de ovinos adultos y crías en el año 2015 de ovinos de la cooperativa Yurajhuanca (YRJ). Ovinos YRJ 2015 Total CATEGORIA Adultos Crías 29 111 INTERMEDIOS 82 0 22 RESISTENTES 22 8 41 SUSCEPTIBLES 33 TOTAL 137 37 174 En relación a los resultados presentados, se puede inferir que ambas cooperativas en los periodos de estudio evaluados, la gran proporción de animales son intermedios, y la categoría siguiente son los animales susceptibles, sin embargo, existe una pequeña proporción de animales resistentes hallados. A diferencia de las alpacas que son animales nativos de nuestra   63     sierra central, los ovinos son animales adaptados a las praderas altoandinas, por lo que un estrés de infestación parasitaria puede incluso tener niveles complejos de morbilidad y mortalidad, por lo que esta especie ha necesitado forzosamente desarrollar mecanismos de resistencia genética a nematodos gastrointestinales, que si bien no es a nivel de toda la población de plantel muestreada, hay inferencias que se derivan de este estudio que existe una pequeña proporción de animales resistentes, de los cuales podría establecerse una población genéticamente mejorada. Sin embargo, es necesario hallar parámetros genéticos que involucren un mayor número de animales y de varias generaciones con lo cual podría apoyar el sustento de la factibilidad de realizar un plan de mejoramiento genético a largo plazo. 6.3.2 Plantel de alpacas La categorización fenotípica se realizó en 238 animales estratificados en 3 periodos de evaluación, los animales intermedios y susceptibles se hallaron presentes predominando los intermedios en tanto que, se halló nula la presencia de animales resistentes en el periodo de evaluación en todas las categorías etarias y para todos los años del siguiente modo: Intermedios 86.55 % (206/238), Susceptibles 13.45% (32/238) y Resistentes 0% (0/238). Cuadro 3. Categorización de alpacas de la cooperativa comunal de San Pedro de Racco (SPR). Alpacas SPR 2014 2015 2016 Total CATEGORIA INTERMEDIOS 62 69 75 206 RESISTENTES 0 0 0 0 SUSCEPTIBLES 5 8 19 32 TOTAL 67 77 94 238   64     Estos resultados son similares a los hallados en ovinos, los cuales también manifestaron una predominancia de intermedios seguidos de susceptibles, al observar las cargas fecales se podría inferir que las cargas son lo suficientemente bajas como para indicar que se tratan de animales resistentes sin embargo, al normalizar la variable hpg se puede evidenciar que los animales que predominan son los intermedios es decir que se encuentran en un intervalo entre un mecanismo de excelente y pobre respuesta al parasitismo. Sin embargo, a diferencia de los ovinos no existe ni si quiera una pequeña proporción de animales resistentes. Estas similitudes en proporciones de categorías en ambas cooperativas y, la respuesta en la dinámica parasitaria en ambas cooperativas revela que las condiciones ambientales han limitado el desarrollo eficiente de la mayoría de parásitos ante un entorno adverso y al ser la alpaca, un animal nativo a las condiciones climáticas hostiles en las praderas altoandinas, podrían no haber necesitado establecer evolutivamente complejos mecanismos de resistencia ante un desafío parasitario y que basta con una respuesta intermedia para establecer un tipo de equilibrio con el entorno parasitario, ya que a diferencia de los hospederos, los parásitos de HTS son susceptibles al entorno medioambiental. Sin embargo, cabe considerar que tales aseveraciones que se plantean podrían ser confirmadas si otros estudios posteriores incluyen un mayor número de hembras reproductoras preñadas y lactación así como crías posdestete de manera representativa para esclarecer tal escenario propuesto. Existen trabajos limitados sobre alternativas de control en alpacas a la parasitosis, sin embargo hay estudios recientes en camélidos sudamericanos que tratan sobre test de eficacia antihelmíntica, asociación de niveles de anticuerpos para la selección de animales resistentes, así como la correlación entre bajos niveles de contaje fecal de huevos en llamas al pastoreo y altos niveles de taninos en pasturas (Rose-Ann et al., 2010), si bien estudios similares al nuestro no se han realizado en esta especie cabe indicar que es necesario   65     establecer estudios que involucren a los mecanismos inmunológicos de esta especie así como completar los estudios del genoma que se están llevando a cabo actualmente. 6.4 Asociación categoría etaria y grado de parasitismo Al utilizar la prueba de Cochran–Mantel–Haenszel (CMH) para analizar la asociación entre categoría y grado parasitario sólo se halló asociación estadísticamente significativa (p < 0.01) tanto a nivel general como control mensual para ovinos de San Pedro de Racco 2014 (Cuadro 4), pero no se halló ningún tipo de asociación en para ovinos del 2015, ni para ovinos de Yurajhuanca, ni en alpacas de San Pedro de Racco en los periodos de evaluación. Cabe indicar que los resultados de asociación hallados en un grupo animal coincide con los mismos que cumplieron con la distribución de cargas de hpg en una muestra acorde a la literatura, es decir una gran proporción de animales con cargas bajas y sólo pocos con una carga elevada (ovinos de San Pedro de Racco). Esto está acorde que tanto animales jóvenes con un sistema inmunológico en maduración y en adultos en procesos de estrés como gestación y lactación se produce una ruptura de la inmunidad siendo estas etapas las que se encuentran relacionadas con un mayor grado de parasitismo (Leguía y Casas, 1999).   66     Debido a que los animales gestantes no entraron en el muestreo en ovinos del 2015 en ambas localidades y por la pequeña cantidad de animales jóvenes y crías alpacas que entraron a los muestreos del 2014 y 2015 de ambas localidades, se puede inferir que no se halló asociaciones entre categorías y grado de parasitismo, siendo bastante conocido que las alpacas jóvenes presentan mayor predisposición a la parasitosis, así pues Pérez et al. (2014) y Contreras et al. (2014) hallaron que animales de 5 meses a 1 año de edad frecuentemente eran susceptibles pero cuyas cargas se mantenían en un nivel leve. En tanto que en Bélgica, Sarre et al. (2011) hallaron en su estudio que las alpacas de 2 años podían albergar cargas mayores de 1000 hpg. Del mismo modo, Leguía y Casas. (1999) reportan que existe un mayor riesgo de infección de nematodiasis en alpacas jóvenes debido a que el efecto al destete muchas veces coincide con la época seca , periodo en el cual al haber una deficiente cantidad y calidad de pastos se genera un estrés nutricional y una deficiente respuesta inmunológica, así mismo, otros factores como la convivencia de adultos y crías en esta cooperativa en periodos como la lactación y empadre genera que exista alto grado de contaminación de huevos y larvas infectivas en las pasturas. Sin embargo, en nuestro estudio no se concluyó que las alpacas de menor edad sean las que estén mayormente infectadas, debido a que el numero muestreal de animales jóvenes y crías no fue representativo. No se observó cargas moderadas ni altas en las diferentes categorías de animales, lo que coincide con otros estudios realizados en Cuzco (Pérez et al.,2014 ), Puno (Contreras et al., 2014) y Pasco (Masson et al., 2016), sin embargo, la predominancia de cargas leves no es indicativo que haya lesiones leves en los animales hospederos pudiéndose generar perjuicios a nivel productivo y de morbilidad, debiéndose considerar que un recuento de huevos va estar ligado principalmente de la patogenicidad de la especie parasitaria, de modo que un número reducido de huevos no es indicativo de efectos leves en el hospedero, ya que algunos parásitos como Ostertagia sp.,   67     Oesophagostomum sp. y Bunostomum sp. se expresan en estado de hipobiosis durante su estado inmaduro (Cadral, 1998). VII. CONCLUSIONES - La prevalencia general de parasitismo gastrointestinal por nematodos en ovinos fue 65.20 % (208/319) y 35.35 % (76/215), en tanto que, en alpacas se obtuvo 21.43 % (51/238) y de 3.93% (7/178) en las cooperativas comunales de San Pedro de Racco y Yurajhuanca respectivamente. - La categorización fenotípica en ovinos de plantel de San Pedro de Racco, se realizó en 136 animales estratificados obteniéndose: Intermedios 69.12 % (94/136), Susceptibles 26.47 % (36/136) y Resistentes 4.41% (6/136). La categorización en los 174 ovinos de plantel de Yurajhuanca, se obtuvo: Intermedios 63.79 % (111/174), Susceptibles 23.56 % (41/174) y Resistentes 12.64 % (22/174). En 238 alpacas de plantel de San Pedro de Racco estratificados en 3 periodos de evaluación, se obtuvieron: Intermedios 86.55 % (206/238), Susceptibles 13.45% (32/238) y Resistentes 0% (0/238).   68     - Se halló asociación significativa (p<0.01) en categoría y grado parasitario sólo en ovinos de plantel de la Cooperativa comunal San Pedro de Racco. - Se determinaron las especies parasitarias Oesophagostomum columbianum, Trichostrongylus columbiformis, Chabertia ovina, Teladorsagia sp. en ovinos de plantel de San Pedro de Racco en corderos y adultos, además Ostertagia sp. se halló sólo en adultos. En Yurajhuanca se obtuvieron las especies Chabertia ovina, Trichostrongylus colubriformis y Teladorsagia circumcincta en animales adultos. Además, en el plantel de alpacas de la cooperativa de San Pedro de Racco, se determinaron las especies Trichostrongylus colubriformis, Teladorsagia circumcincta y Oesophagostomum columbianum. - Los géneros Nematodirus sp. y Trichuris sp. fueron hallados en ambas especies y en ambas localidades.   69     VIII. RECOMENDACIONES Es necesario que se realicen estudios que fortalezcan los hallazgos en el presente estudio como la dinámica parasitaria de estas especies como la categorización de resistencia natural en ovinos y alpacas, que incluyan un mayor número muestreal tanto en plantel como en majada y que adicionen en proporciones justificadas todas las categorías etarias para de este modo, establecer inferencias en la estimación de parámetros genéticos que involucren un plan de mejoramiento genético utilizando métodos alternativos de control como es el caso de la resistencia genética mediante la introgresión paulatina de los animales resistentes hallados. Adicionar a los estudios cuantitativos y fenotípicos, estudios que integren conceptos de genética molecular como la selección genómica y el genotipado masivo que se vienen llevando a cabo en otros lugares del mundo.   70     Emplear la utilización masiva del uso de la genealogía y registros en las comunidades campesinas y explotaciones de crianza animal lo cual contribuirá de manera sustancial con los planes de mejoramiento genético ya sea su empleo a nivel molecular o a nivel cuantitativo.   71     IX. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS S. A. Bisset , C. A. Morris , D. R. Squire & S. M. Hickey (1996). Genetics of resilience to nematode parasites in young Romney sheep)—use of weight gain under challenge to assess individual anthelmintic treatment requirements. New Zealand Journal of Agricultural Research Vol. 39: 314-323 Bishop, S.C., Bairden, K., McKellar, Q.A., Park, M. and Stear, M.J. (1996). Genetic parameters for faecal egg count following mixed, natural, predominantly Teladorsagia circumcincta infection and relationships with live weight in young lambs. Anim. Sci., 63: 423428. Bouix, J., Krupinski, J., Rzepecki, R., Nowosad, B., Skrzyzala, I., Roborzynski, M., Fudalewicz-Niemczyk, W., Skalska, M., Malczewski, A. and Gruner, L. (1998). Genetic resistance to gastrointestinal nematode parasites in Polish long-wool sheep. Int. J. Parasit., 28: 1797-1804. Brown, D.J and Tier, B. (2003). Alternate methods for estimating breeding values for faecal egg count data from Merino studs across Australia. AAABG, 15: 115-118. Cadral GP. 1998. Manual para diagnóstico das helmintoses de ruminantes. 4ª ed. Brasilia: EMBRAPA. 141 p.   72     Castells, D. (2009). Evaluación de resistencia genética de ovinos Corriedale a los nematodos gastrointestinales en Uruguay: Heredabilidad y correlaciones genéticas entre el recuento de huevos de nematodos y características productivas. Tesis de Maestría, Universidad de la República, Montevideo, Uruguay CEDER. Centro de Estudios para el Desarrollo Regional. 2009. Desarrollo de las capacidades productivas y comerciales de los pequeños criadores de alpacas de los distritos de Mañazos y Cabanillas. Puno: CEDER. 28 p. Contreras Amanda Chávez V.1,4, Rosa Pinedo V.1, Víctor Leyva V.2, Francisco Suárez A. (2014) Rev Inv Vet Perú 2014; 25(2): 268-275 HELMINTIASIS EN ALPACAS (Vicugna pacos) DE DOS COMUNIDADES DE MACUSANI, PUNO, DURANTE LA ÉPOCA SECA HELMINTHIASIS IN ALPACAS (Vicugna pacos) OF TWO PEASANT COMMUNITIES IN MACUSANI, PUNO DURING THE DRY SEASON Hansen J, Perry B. 1994. The epidemiology, diagnosis and control of helminth parasites of ruminants. Ethiopia: ILRAD. 171 p. BEINGOLEA, O. (1965). Notas sobre Orthezia olivicola n.sp. (Homopt. Orthezidae), plaga del olivo en el Perú. Rev. Per. Ent. 8 (1). 1- 43. Holdridge,L.A.1987.Ecologíabasadaenlaszonasdevida.InstitutoInteramerica- nodeCooperaciónparalaAgricultura(1ICA).SanJosédeCostaRica.   73     Flores E., Cruz J., Ñaupari, J (2009). Comportamientonutricional,perfil alimentarioyeconomíadelaproducción lecheraenpraderascultivadasensecano:caso Pasco.Reportecientífico. GOLDBERG, V., (2012). Estimación de parámetros genéticos de la resistencia a nematodos en el período del periparto y pos-destete en ovinos Merino del Uruguay Tesis de Master. Universidad Politécnica de Valencia.72 p. Idika, I. K. , IHEAGWAM, C. N. , EZEMONYE, C. N. and NWOSU, C. O (2012). Gastrointestinal Nematodes and Body Condition Scores of Goats Slaughtered in Nsukka, Nigeria. Nigerian Veterinary Journal 2012 33 Jablar Abdul Jabbar*, Angus JD Campbell, Jennifer A Charles and Robin B Gasser (2013). First report of anthelmintic resistance in Haemonchus contortus in alpacas in Australia. Parasites & Vectors 2013 6:243. Leguía P, Casas E. 1999. Enfermedades parasitarias y atlas parasitológico de camélidos sudamericanos. Lima: Ed de Mar. 190 p. Mandonnet N. Mandonnet*,2, G. Aumont*, J. Fleury†, R. Arquet†, H. Varo*, L. Gruner‡, J. Bouix§, and J. Vu Tien Khang§. (2001). Assessment of genetic variability of resistance to gastrointestinal nematode parasites in Creole goats in the humid tropics. J. Anim. Sci. 2001. 79:1706–1712 Masson Marine Mason1, Gustavo Gutiérrez2, Víctor Puicón3, Daniel Zárate. Helmintiasis y Eimeriosis Gastrointestinal en Alpacas Criadas al Pastoreo en Dos Granjas Comunales de la Región Pasco, Perú, y su Relación con el Peso y Condición Corporal. Rev Inv Vet Perú 2016; 27(4): 805-812   74     Melo A. 1997. Sistemas de control y manejo sanitario de las alpacas y llamas en la región andina del sur peruano. Rev FMVZ-UNA, Puno 1: 54-59. Morales et al., 2010 Nari, A., Cardozo, H., Berdié, J., Canábez, F. and Bawden, R. (1977a). Dinámica de población para nematodes gastrointestinales de ovinos en el Uruguay. Veterinaria, 14(66): 11-24. Sarah Jane Margaret Preston,1 Mark Sandeman,2 Jorge Gonzalez,3 and David Piedrafita. Current Status for Gastrointestinal Nematode Diagnosis in Small Ruminants: Where Are We and Where Are We Going?. (2014). Journal of Immunology Research 2014. 12 pages Pérez H, Chávez A., Pinedo R, Leyva V. (2014). Helmintiasis y eimeriasis en alpacas de dos comunidades de Cusco, Perú. Rev Inv Vet Perú 2014; 25(2): 245-253 Sarre C. Sarrea,∗, E. Claerebouta, J. Vercruyssea, B. Leveckea, P. Geldhofa, B. Pardonb,M. Alvineriec, J.F. Sutrac, T. Geurden . (2011). Doramectin resistance in Haemonchus contortus on an alpaca farm in Belgium. Veterinary Parasitology 185 (2012) 346– 351 Stear, M.J., Fitton, L., Innocent, G.T., Murphy, L., Rennie, K. and Matthews, L. (2007). The dynamic influence of genetic variation on the susceptibility of sheep to gastrointestinal nematode infection. J. R. Soc. Interface, 4: 767-776. Ueno H, Goncalves PC. 1998. Manual para diagnostico das helmintoses de ruminantes. 4° ed. Brasil: Salvador de Bahia.145 p. 37. LiebigUniversität Gießen. 154 p.   75     Wolf D. 2010. Untersuchungen zur Seroprävalenz von zystenbildenden Kokzidien und zu Gastrointestinalparasitosen bei Neuweltkameliden in Peru. Deutschland: Fachbereich Veterinärmedizin der Justus- Yazwinsky Thomas A. Yazwinski, PhD1 Jenifer Edmonds, DVM, PhD2 Matthew Edmonds, DVM, PhD2 Chris A. Tucker, PhD1 Edward G. Johnson, DVM (2006). Treatment of Subclinical Nematodiasis in Idaho Stocker Cattle With Cydectin Long-Acting Injectable or Ivomec Injectable. Intern J Appl Res Vet Med • Vol. 4, No. 3 Wanyangu a, J.M. Mugambi a, R.K. Bain a, J.L. Duncan b,,, M. Murray b, M.J. Stear b (1996). Response to artificial and subsequent natural infection with Haemonchus contortus in Red Maasai and Dower ewes. Veterinary Parasitology 69 (1997) 275-282   76     X. ANEXOS CÓDIGO ESPECIE IDENT RAZA EDAD SEXO HPG Nematodirus Trichuris Lamanema Capillaria Moniezia 1 OVINO 11‐1186 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 200 50 2 OVINO 9‐0463 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 0 3 OVINO 4 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 450 4 OVINO 9‐0474 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 0 5 OVINO 9‐0464 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 250 6 OVINO 8 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 1350 7 OVINO 9‐0475 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 250 8 OVINO 9‐0462 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 100 9 OVINO 11‐1173 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 50 10 OVINO 10‐0682 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 150 11 OVINO 10APCG CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 300 12 OVINO 9‐0468 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 550 13 OVINO 9‐0469 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 0 14 OVINO 76416 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 550 50 15 OVINO 90121 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 950 16 OVINO 10‐664 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 650 17 OVINO  PITA NEGRA CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 100 18 OVINO 106686 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 950 50 19 OVINO 9‐0115 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 750 50 20 OVINO 20 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 550 21 OVINO 13‐3399 CORREIDALE CORDERO MACHO 250 250 22 OVINO 13‐3383 CORREIDALE CORDERO MACHO 150 100 23 OVINO 11‐01950 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 650 100 150 24 OVINO 13‐3391 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 750 300 25 OVINO 11‐01942 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 1050 50 50 26 OVINO 11‐01944 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 550 100 27 OVINO 11‐01947 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 550 28 OVINO 13‐3395 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 400 50 29 OVINO 13‐3382 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 650 100 30 OVINO 13‐2379 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 250     Anexo 1. Registro de muestreo del mes de febrero del 2014 en ovinos de plantel de San  Pedro de Racco      77     CÓDIGO ESPECIE IDENT RAZA EDAD SEXO HPG Nematodirus Trichuris 1 Ovino 001 Corriedale Boca llena Hembra 50 2 Ovino 10C‐686 Corriedale Boca llena Hembra 50 3 Ovino 10C‐682 Corriedale Boca llena Hembra 0 4 Ovino 004 Corriedale Boca llena Hembra 0 5 Ovino 9‐0468 Corriedale Boca llena Hembra 50 6 Ovino 302 Corriedale Boca llena Hembra 0 7 Ovino 11‐1194 Corriedale Boca llena Hembra 250 8 Ovino 11‐20107 Corriedale Boca llena Hembra 0 9 Ovino 9‐0117 Corriedale Boca llena Hembra 50 10 Ovino 11‐2019 Corriedale 2 Dientes Hembra 500 11 Ovino 11‐1189 Corriedale Boca llena Hembra 100 12 Ovino 11‐1173 Corriedale Boca llena Hembra 0 13 Ovino 008 Corriedale Boca llena Hembra 0 14 Ovino 9‐0124 Corriedale Boca llena Hembra 0 15 Ovino 9‐0115 Corriedale Boca llena Hembra 200 16 Ovino 71‐436 Corriedale Boca llena Hembra 0 17 Ovino 101‐664 Corriedale Boca llena Hembra 250 18 Ovino 71‐416 Corriedale Boca llena Hembra 0 19 Ovino 13‐1657 Corriedale Boca llena Hembra 50 20 Ovino 009 Corriedale Boca llena Hembra 0 21 Ovino 13‐1659 Corriedale Boca llena Hembra 0 22 Ovino 11‐1186 Corriedale Boca llena Hembra 200 23 Ovino 7L‐450 Corriedale Boca llena Hembra 0 24 Ovino 11‐2020 Corriedale Boca llena Hembra 100 25 Ovino 11‐2021 Corriedale Boca llena Hembra 0 26 Ovino 11‐2016 Corriedale Boca llena Hembra 0 50 50 27 Ovino 11‐2014 Corriedale Boca llena Hembra 250 28 Ovino 11‐2012 Corriedale Boca llena Hembra 0 29 Ovino 13‐1658 Corriedale 4 Dientes Hembra 50 30 Ovino 11‐2025 Corriedale Boca llena Hembra 0 31 Ovino 006 Corriedale 4 Dientes Hembra 0 32 Ovino 11‐2022 Corriedale Boca llena Hembra 0 33 Ovino 11‐2013 Corriedale Boca llena Hembra 0 34 Ovino 11‐2015 Corriedale 2 Dientes Hembra 650 35 Ovino 11‐2011 Corriedale Boca llena Hembra 500 36 Ovino 14R06 Corriedale Boca llena Hembra 0 37 Ovino 054 Corriedale Boca llena Hembra 0 38 Ovino 101‐700 Corriedale Boca llena Hembra 0 39 Ovino C5252 Corriedale Boca llena Hembra 200 40 Ovino 9‐0471 Corriedale Boca llena Hembra 0 41 Ovino C5252 Corriedale Boca llena Hembra 0 42 Ovino 11‐1947 Corriedale Dientes de leche Hembra 2500 50 50 43 Ovino 11‐1948 Corriedale Dientes de leche Hembra 2850 44 Ovino SN Corriedale Dientes de leche Hembra 2600 45 Ovino 11‐1944 Corriedale Dientes de leche Hembra 650 46 Ovino 11‐1936 Corriedale Dientes de leche Hembra 300 47 Ovino 13‐3380 Corriedale Dientes de leche Hembra 150 48 Ovino 11‐1942 Corriedale Dientes de leche Hembra 850 49 Ovino 13‐3395 Corriedale Dientes de leche Hembra 1950 50 Ovino 13‐3384 Corriedale Dientes de leche Hembra 50   Anexo 2. Registro de muestreo del mes de agosto del 2014 en ovinos de plantel de San  Pedro de Racco    78     CÓDIGO ESPECIE IDENT RAZA EDAD SEXO HTS Nematodirus Trichuris 1 OVINO 13‐3380 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 9 2 OVINO 11‐1936 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 13 50 3 OVINO 11‐1950 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 3 4 OVINO 11‐1947 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 0 5 OVINO 11‐1944 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 17 50 6 OVINO 11‐1943 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 2 150 7 OVINO 13‐3379 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 3 8 OVINO 13‐3386 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 6 9 OVINO MW440‐13 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 3 10 OVINO 13‐1670 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 0 11 OVINO 016 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 2 12 OVINO RH 227 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 3 13 OVINO 13‐1672 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 1 14 OVINO 10AP66 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 9 15 OVINO 6C 302 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 11 16 OVINO 11‐1194 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 12 17 OVINO  6C 318 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 0 18 OVINO 11‐173 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 1 19 OVINO 11‐86 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 2 20 OVINO 11‐89 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 7 21 OVINO 7C 436 CORREIDALE BOCALLENA MACHO 2 22 OVINO 0‐04 CORREIDALE BOCALLENA MACHO 0 23 OVINO 9‐0471 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 5 24 OVINO 11‐1177 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 0 25 OVINO 11‐2017 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 14 26 OVINO 14R06 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 1 27 OVINO 11‐2021 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 4 28 OVINO 11‐2024 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 7 29 OVINO 13‐1659 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 30 OVINO 11‐2019 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 7 31 OVINO 0‐09 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 6 32 OVINO 11‐2015 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 8 33 OVINO 11‐2025 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 9 34 OVINO 3‐1657 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 1 35 OVINO 9‐0115 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 0 36 OVINO 11‐2014 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 0 37 OVINO 054 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 0 38 OVINO 9‐0124 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 6 39 OVINO 03‐100 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 8 40 OVINO 006 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 2 41 OVINO C5 252 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 0 42 OVINO 11‐2016 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 1 43 OVINO 13‐1658 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 7 44 OVINO 7C‐450 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 4 45 OVINO s/n CORREIDALE CORDERO HEMBRA 9 46 OVINO 11‐1948 CORREIDALE CORDERO HEMBRA 33 300 47 OVINO 11‐1942 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 8 50 48 OVINO 11‐2012 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 5   Anexo 3. Registro de muestreo del mes de octubre del 2014 en ovinos de plantel de San  Pedro de Racco                    79                   CODIGO IDENT RAZA EDAD SEXO HPG Trichuris 1 11‐1186 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 200 2 11‐1173 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 100 3 9‐0115 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 1200 4 9‐0468 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 1450 5 11‐2019 CORREIDALE 2 Dientes HEMBRA 550 6 13‐1659 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 100 7 11‐2016 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 750 50 8 11‐2014 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 100 9 13‐1658 CORREIDALE 4 Dientes HEMBRA 650 10 006 CORREIDALE 4 Dientes HEMBRA 700 11 11‐2015 CORREIDALE 2 Dientes HEMBRA 1500 12 054 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 100 13 9‐0471 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 550 14 11‐1948 CORREIDALE Dientes de leche HEMBRA 400 15 11‐1942 CORREIDALE Dientes de leche HEMBRA 1400 16 0‐09 CORREIDALE BOCALLENA HEMBRA 1300    Anexo 4. Registro de muestreo del mes de noviembre del 2014 en ovinos de plantel de  San Pedro de Racco                        80               ESPECIE IDENT RAZA EDAD SEXO HTS HPG Nematodirus Trichuris 1 13‐1685 CORREIDALE 6 MESES HEMBRA 2 16 16 2 13‐1677 CORREIDALE 6 MESES HEMBRA 3 24 32 3 13‐1683 CORREIDALE 6 MESES HEMBRA 2 16 4 13‐1625 CORREIDALE 6 MESES HEMBRA 6 48 8 48 5 S/n CORREIDALE 6 MESES HEMBRA 0 0 6 13‐1644 CORREIDALE 6 MESES HEMBRA 2 16 16 7 13‐1691 CORREIDALE 6 MESES HEMBRA 7 56 24 8 13‐1695 CORREIDALE 6 MESES HEMBRA 14 112 24 8 9 13‐1636 CORREIDALE 6 MESES HEMBRA 5 40 16 24 10 13‐1681 CORREIDALE 6 MESES HEMBRA 13 104 16 11 13‐1690 CORREIDALE 6 MESES HEMBRA 12 96 32 16 12 13‐1694 CORREIDALE 6 MESES HEMBRA 9 72 40 13 1680 CORREIDALE 6 MESES MACHO 1 8 8 14 1654 CORREIDALE 6 MESES MACHO 4 32 16 96 15 1696 CORREIDALE 6 MESES MACHO 12 96 56 88 16 13‐3377 CORREIDALE 6 MESES MACHO 6 48 16 8 17 457 CORREIDALE 6 MESES MACHO 11 88 8 120 18 1688 CORREIDALE 6 MESES MACHO 2 16 16 8 19 1678 CORREIDALE 6 MESES MACHO 16 128 20 1646 CORREIDALE 6 MESES MACHO 2 16 21 1698 CORREIDALE 6 MESES MACHO 2 16 16 22 1686 CORREIDALE 6 MESES MACHO 17 136 48 16 23 1699 CORREIDALE 6 MESES MACHO 4 32 24 1640 CORREIDALE 6 MESES MACHO 0 0 25 13‐1689 CORREIDALE 6 MESES MACHO 5 40 8 24 26 456 CORREIDALE 6 MESES MACHO 22 176 32 80 27 16‐76 CORREIDALE 6 MESES MACHO 21 168 40 28 16‐79 CORREIDALE 6 MESES MACHO 8 64 29 16‐82 CORREIDALE 6 MESES MACHO 0 0 24 30 16‐87 CORREIDALE 6 MESES MACHO 2 16 31 CHIROKE CORREIDALE Boca Llena MACHO 0 0 32 DANY CORREIDALE Boca Llena MACHO 0 0 33 CHORRY CORREIDALE Boca Llena MACHO 0 0   Anexo 5. Registro de muestreo del mes de abrildel 2015 en ovinos de plantel de San  Pedro de Racco                    81         Codigo Especie Identificacion Raza Edad Sexo HTS HPG Nematodirus Trichuris 1 Ovino 13‐1678 Correidale 10 meses MACHO 2 Ovino 13‐1686 Correidale 8 meses MACHO 3 24 3 Ovino 13‐1676 Correidale 9 meses MACHO 4 Ovino 13‐1687 Correidale 8 meses MACHO 1 8 5 Ovino 13‐1679 Correidale 10 meses MACHO 6 Ovino 13‐1689 Correidale 8 meses MACHO 1 8 7 Ovino 13‐1682 Correidale 9 meses MACHO 8 Ovino 456 Correidale 10 meses MACHO 2 16 9 Ovino 5695 Correidale Boca llena MACHO 1 8 10 Ovino Danny Correidale Boca llena MACHO 11 Ovino Chorri Correidale Boca llena MACHO 1 8 12 Ovino 13‐3377 Correidale Boca llena MACHO 2 16 13 Ovino 13‐1640 Correidale 9 meses MACHO 16 128 14 Ovino 13‐1680 Correidale 10 meses MACHO 1 8 15 Ovino 13‐1696 Correidale 9 meses MACHO 4 32 16 Ovino 457 Correidale Boca llena MACHO 9 72 17 Ovino 13‐1646 Correidale 9 meses MACHO 7 56 18 Ovino 13‐1698 Correidale 8 meses MACHO 19 Ovino 13‐1650 Correidale 9 meses MACHO 9 72 20 Ovino 13‐1654 Correidale 9 meses MACHO 12 96 21 Ovino 13‐1688 Correidale 8 meses MACHO 21 168 22 Ovino 13‐1685 Correidale 8 meses HEMBRA 23 Ovino 13‐1695 Correidale Boca llena HEMBRA 24 Ovino 13‐1691 Correidale 8 meses HEMBRA 25 Ovino 13‐1684 Correidale 8 meses HEMBRA 2 16 26 Ovino 13‐1677 Correidale 10 meses HEMBRA 1 8 27 Ovino 13‐1694 Correidale 8 meses HEMBRA 28 Ovino 13‐1681 Correidale 9 meses HEMBRA 29 Ovino 13‐1644 Correidale 9 meses HEMBRA 2 16 30 Ovino 13‐1690 Correidale 8 meses HEMBRA 7 56 31 Ovino 13‐1652 Correidale 9 meses HEMBRA 1 8 32 Ovino 13‐3395 Correidale Boca llena HEMBRA 2 16 33 Ovino 11‐1936 Correidale Boca llena HEMBRA 34 Ovino 11‐1947 Correidale Boca llena HEMBRA 35 Ovino 11‐1942 Correidale Boca llena HEMBRA 1 8 36 Ovino 13‐3384 Correidale Boca llena HEMBRA 37 Ovino 14‐901 Correidale Boca llena HEMBRA 2 16 38 Ovino 11‐1950 Correidale Boca llena HEMBRA 39 Ovino 13‐1670 Correidale Boca llena HEMBRA 40 Ovino 11‐1943 Correidale Boca llena HEMBRA 41 Ovino 13‐3386 Correidale Boca llena HEMBRA 2 16 42 Ovino 11‐1944 Correidale Boca llena HEMBRA 4 32 43 Ovino 227 Correidale Boca llena HEMBRA 44 Ovino 111 Correidale Boca llena HEMBRA 45 Ovino 13‐1668 Correidale Boca llena HEMBRA 46 Ovino 440 Correidale Boca llena HEMBRA 47 Ovino 14‐902 Correidale Boca llena HEMBRA 5 40 48 Ovino 10‐AP‐66 Correidale Boca llena HEMBRA 49 Ovino 008 Correidale Boca llena HEMBRA 1 8 50 Ovino 009 Correidale Boca llena HEMBRA 51 Ovino 006 Correidale 2 Dientes HEMBRA 52 Ovino 03‐100 Correidale Boca llena HEMBRA 53 Ovino 14‐904 Correidale Boca llena HEMBRA 54 Ovino 11‐2014 Correidale Boca llena HEMBRA 6 48 55 Ovino 13‐1657 Correidale Boca llena HEMBRA 56 Ovino 11‐2012 Correidale Boca llena HEMBRA 3 24 57 Ovino 14‐907 Correidale Boca llena HEMBRA 58 Ovino 11‐2020 Correidale Boca llena HEMBRA 3 24 59 Ovino 11‐1173 Correidale Boca llena HEMBRA 60 Ovino 14‐905 Correidale Boca llena HEMBRA 3 24 61 Ovino 13‐1658 Correidale Boca llena HEMBRA 62 Ovino 14‐903 Correidale Boca llena HEMBRA 63 Ovino 14‐908 Correidale Boca llena HEMBRA 1 8   Anexo 6. Registro de muestreo del mes de julio de 2015 en ovinos de plantel de San  Pedro de Racco            82               ESPECIE IDENT RAZA EDAD SEXO HTS HPG Nematodirus Trichuris 1 11‐1936 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 0 0 2 13‐3380 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 1 8 3 11‐1947 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 2 16 4 13‐3396 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 0 0 5 11‐902 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 4 32 6 11‐0 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 0 0 7 13‐1668 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 0 0 8 W‐448 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 0 0 9 13‐1672 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 1 8 10 13‐1670 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 2 16 11 13‐3386 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 3 24 12 14‐901 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 2 16 13 11‐1950 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 0 0 14 11‐1944 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 2 16 15 11‐1942 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 2 16 16 13‐1636 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 9 72 17 13‐1677 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 0 0 18 13‐1685 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 4 32 19 13‐1691 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 2 16 20 13‐1694 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 0 0 21 13‐1644 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 2 16 22 13‐1652 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 8 64 23 13‐1681 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 14 112 24 13‐1697 CORREIDALE BOCA LLENA HEMBRA 0 0 25 13‐1686 CORREIDALE carnerillos MACHO 1 8 26 13‐1676 CORREIDALE carnerillos MACHO 0 0 27 13‐1679 CORREIDALE carnerillos MACHO 0 0 28 13‐1687 CORREIDALE carnerillos MACHO 2 16 29 13‐1682 CORREIDALE carnerillos MACHO 2 16 30 13‐1678 CORREIDALE carnerillos MACHO 0 0 31 DANNY CORREIDALE BOCA LLENA MACHO 0 0 32 CHORRI CORREIDALE BOCA LLENA MACHO 3 24 33 CHATÍN CORREIDALE BOCA LLENA MACHO 0 0   Anexo 7. Registro de muestreo del mes de setiembre de 2015 en ovinos de plantel de San  Pedro de Racco                      83             CODIGO Identificación Sexo EDAD RAZA HPG Trichuris Nematodirus 1 11‐1942 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 8 2 13‐1636 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 72 16 8 3 13‐1691 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 24 48 4 13‐1681 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 152 48 24 5 13‐1685 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 8 6 13‐1695 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 40 64 8 7 2233 Macho BOCA LLENA CORREIDALE 24 8 Dani Macho BOCA LLENA CORREIDALE 0 9 13‐1682 Macho Dientes de leche CORREIDALE 10 1212 Macho BOCA LLENA CORREIDALE 0 11 13‐1689 Macho 2 dientes CORREIDALE 72 16 8 12 13‐1668 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 13 13‐1677 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 14 13‐1644 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 56 40 15 14901 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 16 RH247 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 17 13‐1684 Hembra 2 dientes CORREIDALE 18 13‐1672 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 19 13‐1694 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 138 20 13‐1690 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 72 80 8 21 13‐3384 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 22 13‐1678 Macho 2 dientes CORREIDALE 0 23 13‐1686 Macho 2 dientes CORREIDALE 40 24 13‐1687 Macho 2 dientes CORREIDALE 96 8 25 13‐1676 Macho 2 dientes CORREIDALE 8 26 13‐1679 Macho 2 dientes CORREIDALE 88   Anexo 8. Registro de muestreo del mes de octubre de 2015 en ovinos de plantel de San  Pedro de Racco                          84               Identificación Sexo EDAD RAZA HPG Trichuris Nematodirus 11‐1942 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 8 13‐1636 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 32 13‐1691 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 24 13‐1685 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 13‐1695 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 2233 Macho BOCA LLENA CORREIDALE 0 Dani Macho BOCA LLENA CORREIDALE 0 13‐1682 Macho Dientes de leche CORREIDALE 96 13‐1689 Macho 2 dientes CORREIDALE 0 13‐1677 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 13‐1644 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 14901 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 RH247 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 88 13‐1684 Hembra 2 dientes CORREIDALE 0 13‐1672 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 16 13‐1694 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 13‐1690 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 13‐3384 Hembra BOCA LLENA CORREIDALE 0 13‐1678 Macho 2 dientes CORREIDALE 0 13‐1686 Macho 2 dientes CORREIDALE 0 13‐1687 Macho 2 dientes CORREIDALE 0 13‐1676 Macho 2 dientes CORREIDALE 0 13‐1679 Macho 2 dientes CORREIDALE 96   Anexo 9. Registro de muestreo del mes de noviembre de 2015 en ovinos de plantel de  San Pedro de Racco      85     Codigo Especie Identificaciòn Raza Edad  Sexo HPG Nematodirus Trichuris 1 Ovino 9AP166 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 2 Ovino 9AP180 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 3 Ovino 13‐5614 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 4 Ovino 13‐656 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 5 Ovino 8C532 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 6 Ovino 8AP102 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 7 Ovino 8Y982 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 576 8 8 Ovino 10AD204 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 80 9 Ovino 11‐2256 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 32 10 Ovino 2Y‐802 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 11 Ovino 8AP‐14 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 40 12 Ovino 10AP226 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 13 Ovino 13‐5610 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 40 14 Ovino 10Y228 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 15 Ovino 13‐5688 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 16 Ovino 7Y‐832 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 17 Ovino 8AP112 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 18 Ovino 9AP186 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 19 Ovino 3Y‐914 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 20 Ovino 13‐5692 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 21 Ovino 3Y‐850 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 22 Ovino 3Y866 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 23 Ovino 13‐692 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 24 Ovino 10AP208 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 80 25 Ovino 9C632 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 24 26 Ovino 8Y900 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 27 Ovino 9Y30 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 64 28 Ovino 3Y842 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 29 Ovino 13‐5690 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 30 Ovino 3Y‐860 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 31 Ovino 9C618 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 32 Ovino 13‐5670 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 33 Ovino 10Y224 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 34 Ovino 3Y846 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 35 Ovino 9YAE16 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 36 Ovino 9Y56 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 37 Ovino 3Y928 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 88 38 Ovino 8AP16 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 39 Ovino 10AP202 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 40 Ovino 9AP156 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 41 Ovino 13‐5632 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 42 Ovino 11‐1326 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 43 Ovino 10‐214 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 44 Ovino 3Y900 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 176 45 Ovino 8Y946 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 46 Ovino 8AP10 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 47 Ovino 10AP64 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 24 48 Ovino 2Y812 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 49 Ovino A4 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 50 Ovino 3Y844 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 51 Ovino 13‐5660 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 52 Ovino 8AP122 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 53 Ovino 3Y‐922 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 32 54 Ovino 11‐1330 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 56 8 55 Ovino 11‐1340 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 56 Ovino 3Y‐882 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 57 Ovino 3Y‐870 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 128 8 58 Ovino 11‐1346 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 59 Ovino 8AP104 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 60 Ovino 3Y864 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 472 32 61 Ovino 8Y76 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 62 Ovino 11‐1352 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 63 Ovino A‐14 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 64 Ovino 13‐5612 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 65 Ovino 3Y836 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 66 Ovino 13‐5680 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 24 67 Ovino 3Y874 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 64 8 68 Ovino 11‐2284 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 80 69 Ovino 11‐1224 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 70 Ovino 3Y912 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 152 71 Ovino 10Y234 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 72 Ovino 2Y800 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 73 Ovino 9AP188 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 296 74 Ovino 11‐1310 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 75 Ovino 8AP142 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 80 76 Ovino 3Y830 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 24 77 Ovino 8AP100 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 24 78 Ovino 13‐5652 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 79 Ovino 13‐5700 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 80 Ovino 13‐690 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 32 81 Ovino 11‐1302 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 80 82 Ovino 3Y920 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 328 83 Ovino 10Y248 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 84 Ovino 3Y832 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 85 Ovino 11‐1332 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 86 Ovino 3Y884 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 48 8 87 Ovino 3 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 24 88 Ovino 2Y804 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 89 Ovino 9Y14 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 240 90 Ovino 9Y94 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 104 91 Ovino 3Y820 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 92 Ovino 10Y234 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 93 Ovino 3Y890 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 48 94 Ovino 5C206 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 95 Ovino 3Y904 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 96 Ovino 3Y834 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 97 Ovino 9YAE06 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 98 Ovino 13‐5696 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 99 Ovino 13Y862 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 72 100 Ovino 3Y895 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 136 8 8   Anexo 10. Registro de muestreo del mes de abril de 2015 en ovinos de plantel de  Yurajhuanca    86     CODIGO ESPECIE IDENTIFICACIÓN RAZA EDAD SEXO HPG Trichuris 1 OVINO s/n Correidale Borreguilla HEMBRA 0 2 OVINO 4y014 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 3 OVINO 4y024 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 4 OVINO 4y010 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 5 OVINO 4y032 Correidale Borreguilla HEMBRA 24 6 OVINO s/n Correidale Borreguilla HEMBRA 0 7 OVINO 4y 022 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 8 OVINO 4y008 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 9 OVINO s/n Correidale Borreguilla HEMBRA 0 10 OVINO 4y023 Correidale Borreguilla HEMBRA 8 11 OVINO s/n Correidale Borreguilla HEMBRA 0 12 OVINO 4y033 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 13 OVINO 4y042 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 14 OVINO 4y028 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 15 OVINO 4y034 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 16 OVINO 4y018 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 17 OVINO s/n Correidale Borreguilla HEMBRA 0 8 18 OVINO 4y030 Correidale Borreguilla HEMBRA 40 8 19 OVINO 4y040 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 20 OVINO 4y004 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 21 OVINO 4y026 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 22 OVINO 4y055 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 23 OVINO 4y059 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 8 24 OVINO 4y025 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 25 OVINO s/n Correidale Borreguilla HEMBRA 0 26 OVINO 4y063 Correidale Borreguilla HEMBRA 16 27 OVINO 4y021 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 28 OVINO s/n Correidale Borreguilla HEMBRA 0 29 OVINO s/n Correidale Borreguilla HEMBRA 24 30 OVINO 4y011 Correidale Borreguilla HEMBRA 16 31 OVINO 4y009 Correidale Borreguilla HEMBRA 8 32 OVINO s/n Correidale Borreguilla HEMBRA 0 33 OVINO 4y015 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 34 OVINO 4y041 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 8 35 OVINO 4y057 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 36 OVINO 4y031 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 37 OVINO 4y043 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 38 OVINO 4y027 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 39 OVINO 4y033 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 40 OVINO s/n Correidale Borreguilla HEMBRA 0 41 OVINO 4y017 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 42 OVINO 4y037 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 8 43 OVINO s/n Correidale Borreguilla HEMBRA 0 44 OVINO 4y051 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 45 OVINO 4y047 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 8 46 OVINO 4y049 Correidale Borreguilla HEMBRA 8 47 OVINO 4y013 Correidale Borreguilla HEMBRA 16 48 OVINO 3y824 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 49 OVINO 13‐5664 Correidale Borreguilla HEMBRA 0 50 OVINO 3y860 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 51 OVINO 3y834 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 52 OVINO 8AP110 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 53 OVINO 3y828 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 54 OVINO 3y870 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 55 OVINO 13‐690 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 56 OVINO 13‐5620 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 57 OVINO 11‐1332 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 58 OVINO 3y836 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 59 OVINO 13‐698 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 8 60 OVINO 11‐1346 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 61 OVINO 2y806 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 62 OVINO 3y914 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 63 OVINO 3 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 64 OVINO 3y904 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 65 OVINO 9c618 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 66 OVINO nov‐52 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 67 OVINO 3y842 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 68 OVINO 13‐692 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 69 OVINO 10AP214 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 70 OVINO 13‐5663 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 40 8 71 OVINO 3y846 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 72 OVINO 7y846 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 73 OVINO 9yAC16 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 74 OVINO 8AP104 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 75 OVINO 2y804 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 76 OVINO 11‐2256 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 77 OVINO c5206 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 78 OVINO 3(2) Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 79 OVINO 0y248 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 80 OVINO 8AP106 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 81 OVINO 10Y176 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 82 OVINO 8Y950 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 83 OVINO 13‐5614 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 84 OVINO 13‐5700 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 85 OVINO 11‐1312 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 86 OVINO 8AP130 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 87 OVINO 2Y812 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 88 OVINO 10AP208 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 89 OVINO 13‐5677 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 90 OVINO 10AP210 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 91 OVINO 10AP226 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 92 OVINO 10AP202 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 93 OVINO 10AP56 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 94 OVINO 9Y 76 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 8 95 OVINO 9C632 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 96 OVINO 10y230 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 97 OVINO a25 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 98 OVINO 8y952 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 99 OVINO a37 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 100 OVINO 3y850 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16 101 OVINO 13‐5652 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 102 OVINO 8y906 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 103 OVINO 8AP08 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 104 OVINO 11‐1306 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 105 OVINO 7y816 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 0 106 OVINO 3y844 Correidale BOCA LLENA HEMBRA 16   Anexo 11. Registro de muestreo del mes de julio de 2015 en ovinos de plantel de  Yurajhuanca    87                 ESPECIE IDENTIFICACION RAZA EDAD SEXO HPG 1 13‐5616 CORREIDALE BOCA LLENA H 0 2 8AP08 CORREIDALE BOCA LLENA H 0 3 3Y918 CORREIDALE BOCA LLENA H 16 4 34‐834 CORREIDALE BOCA LLENA H 0 5 13‐5684 CORREIDALE BOCA LLENA H 0 6 13Y‐698 CORREIDALE BOCA LLENA H 0 7 13‐692 CORREIDALE BOCA LLENA H 0 8 13‐5664 CORREIDALE BOCA LLENA H 0 9 10AP56 CORREIDALE BOCA LLENA H 0   Anexo 12. Registro de muestreo del mes de setiembre de 2015 en ovinos de plantel de  Yurajhuanca                88     CODIGO ESPECIE ID RAZA EDAD SEXO HPG Nematodirus Trichuris 1 Alpaca 16 Huacaya Boca llena Hembra 50 2 Alpaca 775 Huacaya Boca llena Hembra 0 3 Alpaca 11‐1041 Huacaya 4 Dientes Hembra 0 4 Alpaca 9‐0164 Huacaya Boca llena Hembra 0 5 Alpaca 76‐08 Huacaya Boca llena Hembra 0 6 Alpaca 10 Huacaya 4 Dientes Hembra 0 50 7 Alpaca 3R 024 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 8 Alpaca 3R 016 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 50 9 Alpaca 10‐1066 Huacaya Boca llena Hembra 0 10 Alpaca 9‐0142 Huacaya Boca llena Hembra 0 11 Alpaca 3R‐056 Huacaya 4 Dientes Hembra 0 12 Alpaca 2R004 Huacaya 4 Dientes Hembra 0 13 Alpaca 3R‐022 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 14 Alpaca 2R002 Huacaya 4 Dientes Hembra 0 15 Alpaca 3R‐014 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 16 Alpaca R2‐012 Huacaya 4 Dientes Hembra 0 17 Alpaca 3R‐008 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 18 Alpaca 170950 Huacaya Boca llena Hembra 0 19 Alpaca R2010 Huacaya 2 Dientes Hembra 0 20 Alpaca 3R‐026 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 21 Alpaca 2R‐002 Huacaya 4 Dientes Hembra 0 22 Alpaca 9‐0199 Huacaya Boca llena Hembra 0 23 Alpaca 2R‐016 Huacaya 4 Dientes Hembra 0 24 Alpaca 9‐0181 Huacaya Boca llena Hembra 0 25 Alpaca 3R020 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 50 26 Alpaca 10‐0059 Huacaya Boca llena Hembra 0 27 Alpaca 2R010 Huacaya 4 Dientes Hembra 150 28 Alpaca 5 Huacaya Boca llena Hembra 0 29 Alpaca R1‐014 Huacaya Boca llena Hembra 0 30 Alpaca 70083 Huacaya Boca llena Hembra 0 31 Alpaca 9‐0167 Huacaya Boca llena Hembra 0 32 Alpaca 3R‐012 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 33 Alpaca 3R‐002 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 34 Alpaca 3R‐004 Huacaya 4 Dientes Hembra 0 35 Alpaca 3R‐018 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 100 36 Alpaca 3R‐010 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 37 Alpaca 2R‐010 Huacaya 4 Dientes Hembra 0 100 38 Alpaca 9‐0198 Huacaya Boca llena Hembra 0 39 Alpaca 9‐0182 Huacaya Boca llena Hembra 0 40 Alpaca 13‐1613 Huacaya Dientes de leche Macho 0 41 Alpaca 13‐1632 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 150 42 Alpaca 13‐1625 Huacaya Dientes de leche Macho 0 43 Alpaca 13‐1607 Huacaya Dientes de leche Macho 0 44 Alpaca 13‐1620 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 45 Alpaca 13‐1653 Huacaya Dientes de leche Macho 0 46 Alpaca 13‐1627 Huacaya Dientes de leche Macho 0 50 47 Alpaca 13‐1606 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 48 Alpaca 13‐1601 Huacaya Dientes de leche Macho 0 49 Alpaca 13‐1637 Huacaya Dientes de leche Macho 0 50 Alpaca 13‐1649 Huacaya Dientes de leche Macho 0 250 51 Alpaca 13‐1631 Huacaya Dientes de leche Macho 0 52 Alpaca 13‐1635 Huacaya Dientes de leche Macho 0 50 53 Alpaca 13‐1615 Huacaya Dientes de leche Macho 0 54 Alpaca 13‐1658 Huacaya Dientes de leche Hembra 50 50 55 Alpaca 13‐1602 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 250 56 Alpaca 13‐1624 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 57 Alpaca 13‐1639 Huacaya Dientes de leche Macho 0 50 58 Alpaca 13‐1612 Huacaya Dientes de leche Hembra 50 59 Alpaca 13‐1609 Huacaya Dientes de leche Macho 50 60 Alpaca 13‐1611 Huacaya Dientes de leche Macho 0 61 Alpaca 13‐1630 Huacaya Dientes de leche Hembra 0 62 Alpaca R‐1‐022 Huacaya Boca llena Hembra 0 63 Alpaca R‐0‐004 Huacaya Boca llena Hembra 0 64 Alpaca 10‐1024 Huacaya Boca llena Hembra 0 65 Alpaca 10‐1041 Huacaya Boca llena Hembra 0 66 Alpaca 9‐0202 Huacaya Boca llena Hembra 50 67 Alpaca R 0004 Huacaya 4 Dientes Hembra 0 Anexo 13. Registro de muestreo del mes de agosto de 2014 en alpacas de plantel de San  Pedro de Racco    89                 CODIGO IDENTIFICACION LOCALIDAD RAZA EDAD SEXO HPG Nematodirus Trichuris 1 198 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 2 10‐1024 Racco Huacaya Boca llena Hembra 100 0 0 3 11‐1002 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 4 11‐1059 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 5 11‐1072 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 6 11‐1100 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 7 2R‐008 Racco Huacaya 4 Dientes Hembra 0 0 0 8 2R‐010 Racco Huacaya 4 Dientes Hembra 0 0 0 9 2R‐014 Racco Huacaya 2 Dientes Hembra 0 0 0 10 2R‐016 Racco Huacaya 4 Dientes Hembra 0 0 0 11 3R‐002 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 12 3R‐004 Racco Huacaya 4 Dientes Hembra 0 0 0 13 3R‐008 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 50 0 0 14 3R‐012 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 15 3R‐016 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 16 3R‐020 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 17 3R‐052 Racco Huacaya 2 Dientes Hembra 0 0 0 18 3R‐054 Racco Huacaya 2 Dientes Hembra 100 0 0 19 3R‐060 Racco Huacaya 2 Dientes Hembra 50 0 0 20 3R‐066 Racco Huacaya 2 Dientes Hembra 0 0 0 21 3R‐068 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 22 3R‐070 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 23 3R‐076 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 50 24 3R‐082 Racco Huacaya 2 Dientes Hembra 0 0 0 25 3R‐162 Racco Huacaya 2 Dientes Hembra 0 0 0 26 64‐08 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 27 76‐08 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 28 9‐0145 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 29 9‐0148 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 30 9‐0161 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 31 9‐0181 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 32 9‐0182 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 33 9‐0198 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 34 9‐0202 Racco Huacaya Boca llena Hembra 50 0 0 35 R‐0‐002 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 36 R‐1‐014 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 37 R‐2‐008 Racco Huacaya 4 Dientes Hembra 0 0 0 38 R‐2‐014 Racco Huacaya 4 Dientes Hembra 0 0 0 39 R‐9‐002 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 40 Y‐51468 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 50 0 41 Y‐51469 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 42 Y‐70150 Racco Huacaya Boca llena Hembra 50 0 0 Anexo 14. Registro de muestreo del mes de enero de 2015 en alpacas de plantel de San  Pedro de Racco      90               CODIGO IDENTIFICACION LOCALIDAD RAZA EDAD SEXO HPG Nematodirus Trichuris 1 10‐0059 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 2 11‐1072 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 3 2R‐002 Racco Huacaya 4 Dientes Hembra 0 0 0 4 2R‐014 Racco Huacaya 2 Dientes Hembra 0 0 0 5 3R‐002 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 6 3R‐018 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 7 3R‐020 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 8 3R‐026 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 9 3R‐054 Racco Huacaya 2 Dientes Hembra 0 0 0 10 3R‐060 Racco Huacaya 2 Dientes Hembra 0 0 0 11 3R‐068 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 12 3R‐070 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 13 3R‐076 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 14 3R‐082 Racco Huacaya 2 Dientes Hembra 0 0 0 15 3R‐162 Racco Huacaya 2 Dientes Hembra 0 0 0 16 4R‐004 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 17 4R‐008 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 18 4R‐010 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 50 0 0 19 4R‐014 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 20 4R‐016 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 21 4R‐024 Racco Huacaya Dientes de leche Hembra 0 0 0 22 9‐0161 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 23 9‐0202 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 24 R‐0‐004 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 25 R‐0‐04 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 26 R‐1‐008 Racco Huacaya 4 Dientes Hembra 0 0 0 27 R‐1‐012 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 28 R‐1‐014 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 29 R‐1‐024 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 30 R‐2‐002 Racco Huacaya 4 Dientes Hembra 0 0 0 31 R‐2‐006 Racco Huacaya 4 Dientes Hembra 0 0 0 32 R‐2‐008 Racco Huacaya 4 Dientes Hembra 0 0 0 33 R‐2‐014 Racco Huacaya 4 Dientes Hembra 0 0 0 34 R‐9‐002 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 35 Y‐51468 Racco Huacaya Boca llena Hembra 0 0 0 Anexo 15. Registro de muestreo del mes de octubre de 2015 en alpacas de plantel de San  Pedro de Racco    91     Codigo Identificacion Raza Sexo Edad HPG Nematodirus Trichuris Cooperia R1 5R 006 Huacaya Hembra Diente de leche 0 8 R2 5R 076 Huacaya Hembra Diente de leche 0 8 8 R3 5R 078 Huacaya Hembra Diente de leche 8 8 R4 5R 020 Huacaya Hembra Diente de leche 8 R5 5R 052 Huacaya Hembra Diente de leche 8 R6 5R 067 Huacaya Hembra Diente de leche 16 R7 5R 069 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R8 5R 048 Huacaya Hembra Diente de leche 0 8 R9 5R 068 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R10 5R 092 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R11 5R 082 Huacaya Hembra Diente de leche 8 8 8 R12 5R 008 Huacaya Hembra Diente de leche 8 R13 5R 060 Huacaya Hembra Diente de leche 0 24 16 R14 5R 089 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R15 5R 074 Huacaya Hembra Diente de leche 0 8 R16 5R 088 Huacaya Hembra Diente de leche 24 R17 5R 073 Huacaya Hembra Diente de leche 0 16 16 R18 5R 026 Huacaya Hembra Diente de leche 8 8 R19 5R 062 Huacaya Hembra Diente de leche 16 16 8 R20 5R 076 Huacaya Hembra Diente de leche 8 R21 5R 022 Huacaya Hembra Diente de leche 0 8 R22 5R 063 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R23 5R 014 Huacaya Hembra Diente de leche 8 8 R24 5R 046 Huacaya Hembra Diente de leche 0 16 R25 5R 072 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R26 5R 64 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R27 5R 016 Huacaya Hembra Diente de leche 16 16 8 R28 5R 066 Huacaya Hembra Diente de leche 0 24 R29 5R 038 Huacaya Hembra Diente de leche 16 8 R30 5R 100 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R31 5R 096 Huacaya Hembra Diente de leche 0 8 8 R32 5R 040 Huacaya Hembra Diente de leche 16 R33 5R 004 Huacaya Hembra Diente de leche 16 8 R34 5R 080 Huacaya Hembra Diente de leche 8 R35 5R 012 Huacaya Hembra Diente de leche 16 R36 5R 079 Huacaya Hembra Diente de leche 8 24 R37 5R 098 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R38 5R 084 Huacaya Hembra Diente de leche 0 24 16 R39 5R 032 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R40 5R 070 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R41 5R 075 Huacaya Hembra Diente de leche 0 8 8 8 R42 5R 018 Huacaya Hembra Diente de leche 16 8 R43 5R 071 Huacaya Hembra Diente de leche 8 8 8 R44 5R 044 Huacaya Hembra Diente de leche 0 8 R45 5R 081 Huacaya Hembra Diente de leche 8 8 8 R46 5R 010 Huacaya Hembra Diente de leche 8 8 R47 5R 077 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R48 5R 002 Huacaya Hembra Diente de leche 0 R49 5R 083 Huacaya Hembra Diente de leche 8 R50 5R 094 Huacaya Hembra Diente de leche 0 32 8 Anexo 16. Registro de muestreo del mes de enero de 2016 en alpacas de plantel de San  Pedro de Racco            92                   CODIGO LOCALIDAD IDENTIFICACIÓN SEXO EDAD HPG Nematodirus Trichuris Lamanema 1 Racco 5R 006 Hembra Diente de leche 8 2 Racco 5R 076 Hembra Diente de leche 24 4 Racco 5R 020 Hembra Diente de leche 0 8 5 Racco 5R 052 Hembra Diente de leche 8 13 Racco 5R 060 Hembra Diente de leche 0 8 31 Racco 5R 096 Hembra Diente de leche 64 8 33 Racco 5R 004 Hembra Diente de leche 0 38 Racco 5R 084 Hembra Diente de leche 24 42 Racco 5R 018 Hembra Diente de leche 24 24 46 Racco 5R 010 Hembra Diente de leche 48 16 47 Racco 5R 077 Hembra Diente de leche 8 8 49 Racco 5R 083 Hembra Diente de leche 16 8 51 Racco R1006 Hembra Diente de leche 0 52 Racco 3R096 Hembra Diente de leche 16 32 16 53 Racco 3R011 Hembra Diente de leche 8 8 54 Racco 5R034 Hembra Diente de leche 32 55 Racco 3R116 Hembra Diente de leche 0 24 56 Racco 5R010 Hembra Diente de leche 0 24 57 Racco 5R048 Hembra Diente de leche 0 24 58 Racco 5R086 Hembra Diente de leche 56 8 8 59 Racco 5R091 Hembra Diente de leche 96 Anexo 17. Registro de muestreo del mes de abril de 2016 en alpacas de plantel de San  Pedro de Racco    93